Taste Impossible – wie die Zunge uns schützt

Zusammenfassung

Bier, Rosenkohl, Medikamente – bitter schmeckende Substanzen umgeben uns überall. Sie stehen im Fokus der Pharma- und Lebensmittelindustrie, beide haben sie das gleiche Ziel: Ihre Produkte weniger bitter zu machen, damit sie der Kundschaft schmecken (Burger, 2020; Keast & Breslin, 2002).

8.1 Impuls

Bier, Rosenkohl, Medikamente – bitter schmeckende Substanzen umgeben uns überall. Sie stehen im Fokus der Pharma- und Lebensmittelindustrie, beide haben sie das gleiche Ziel: Ihre Produkte weniger bitter zu machen, damit sie der Kundschaft schmecken (Burger, 2020; Keast & Breslin, 2002).

Geschmack ist eine der frühesten Erfahrungen in unserem Leben und prägt uns bereits ab dem zweiten Schwangerschaftsmonat (Cohen & Vig, 1976). Die Geschmackswahrnehmung ist ein komplexer Sinneseindruck, der sich aus gustatorischen, haptischen, olfaktorischen und visuellen Reizen zusammensetzt (Breitkreutz, 2008). Dabei wird die Wahrnehmung auch vom Gemütszustand und von Erfahrungen geprägt; der tatsächliche gustatorische Anteil macht gerade 20 % des Gesamteindrucks aus (Breitkreutz, 2008; Thiedig, 2005).

Von den fünf möglichen Geschmacksrichtungen sind sauer und bitter unsere Warnhinweise, da beides auf unreife oder giftige Nahrung hindeuten kann (Breitkreutz, 2008). Aufgrund der G-Protein-gekoppelten Signaltransduktion bei den Bitterstoff-Rezeptoren ist die Wahrnehmung verzögert, weshalb Nachgeschmäcker häufig bitter sind (Gilbertson et al., 2000). Viele dieser Rezeptoren haben nur ein Substrat und sind damit hochspezifisch (Gilbertson et al., 2000).

Mit diesem Modul geben Sie Ihren Schüler*innen die Möglichkeit, ihre eigene bittere Geschmackswahrnehmung auf der molekularen Ebene zu untersuchen (◘ Abb. 8.1 und ► Abschn. 8.2). Unter ► Abschn. 8.6.3 stellen wir Ihnen für die Einbettung in den Unterricht Gruppenpuzzles als geeignete Unterrichtsmethode für die verschiedenen Aspekte dieses Themenbereichs vor.

Abb. 8.1

Ausschnitt eines thematisch passenden Zeitungsartikels. Dieser Zeitungsartikel wird Ihnen als didaktisches Begleitmaterial online zu den Versuchen zur Verfügung gestellt (sn.pub/rEt5bJ)

8.2 Durchführung

Es empfiehlt sich, den Versuch in zwei Doppelstunden durchzuführen. Da die PCR bereits etwa 90 Minuten dauert, kann dieser Versuch nicht in einer Doppelstunde durchgeführt werden, sofern er Gegenstand des Unterrichts ist. Im Idealfall kann die PCR durch die Schüler*innen gestartet werden und in der Sammlung oder anderen Vorbereitungsräumen der Biologie bzw. über die Mittagspause ablaufen. Die Durchführung kann nach der PCR unterbrochen werden, weil die PCR-Proben im Kühlschrank lagerbar sind. Sofern die Durchführung als Blockveranstaltung stattfindet, sollten mindestens drei Stunden dafür veranschlagt werden.

In ◘ Abb. 8.2 ist die Versuchsübersicht unter Angabe der relevanten Methoden gezeigt. Damit Sie als Lehrkraft einen ersten Eindruck darüber bekommen, wie viel Zeit die praktische Durchführung der einzelnen Teilschritte in Anspruch nimmt, haben wir entsprechende Zeitangaben in die Abbildung integriert. Unsere Einschätzungen der Zeiten können je nach Jahrgangsstufe und praktischem Erfahrungsbereich Ihrer Schüler*innen abweichen.

Abb. 8.2

Versuchsübersicht zur Analyse der eigenen bitteren Geschmackswahrnehmung. Die Durchführung des Versuchs ist in zwei Doppelstunden möglich. In der ersten werden zunächst die eigenen Mundschleimhautzellen isoliert, die zur Extraktion Ihrer genomischen DNA genutzt werden. Dieser DNA-Extrakt dient in der PCR als Template zur Amplifikation einer 250 bp Region des TAS2R38-Gens. Die Primer binden dabei an die flankierenden Regionen der SNP785 Position. In der zweiten werden die PCR-Konstrukte hinsichtlich des SNP785-Genotyps weiter untersucht. Das Vorhandensein eines single nucleotide polymorphism an Position 785 wird mit Hilfe eines Restriktionsverdaus analysiert. Die Identifizierung des Schmecker-Allels oder Nicht-Schmecker-Allels erfolgt abschließend mittels Agarose-Gelelektrophorese. Die wesentlichen Arbeitsschritte sind blau dargestellt

Es ist bekannt, dass drei mögliche single nucleotide polymorphisms (SNPs) (Aminosäure-Position 49, 262, 296) jeweils zu einer Veränderung der bitteren Geschmackswahrnehmung führen. In diesem Modul steht die AS-Position 262 im Fokus. Falls ein SNP vorliegt, ist an entsprechender Position die Aminosäure Alanin durch ein Valin ersetzt. Da der SNP auf Genebene vorliegt, ist er entsprechend an Position 785 der Nukleotidsequenz lokalisiert. Die größere DNA-Position im Vergleich zur Aminosäure-Position ergibt sich aus der Triplettkodierung. Die Schüler*innen bestimmen den Genotyp des SNP785 ihres eigenen TAS2R38-Gens (Taste receptor type 2 member 38-Gen) (◘ Abb. 8.2). Weitere theoretische Hintergrundinformationen sind in ► Abschn. 8.5 zu finden.

Zur Extraktion und Analyse der DNA isolieren Sie zunächst Ihre eigenen Mundschleimhautzellen. Die gewonnenen Zellen werden dann durch chemische Lyse aufgeschlossen, um so Ihre genomische DNA zu extrahieren. Diese wird in der anschließenden PCR als Template zur Amplifikation einer 250 bp Region, welche den SNP785 des TAS2R38-Gens beinhaltet, verwendet. Ein Restriktionsverdau ermöglicht dann eine Unterscheidung des Schmecker- und Nicht-Schmecker-Allels. Das Restriktionsenzym Fnu4HI kann nur das dominante Schmecker-Allel spalten, wodurch zwei DNA-Fragmente mit ca. 100 bp und ca. 150 bp entstehen (◘ Abb. 8.3). Im Fall des rezessiven Nicht-Schmecker-Allels ist nur eine DNA-Bande bei ca. 250 bp auf dem zugehörigen Agarose-Gel zu erkennen, weil keine Spaltung stattfindet.

Abb. 8.3

Erkennungssequenz und Schnittmuster des Restriktionsenzyms Fnu4HI. Im Falle des Schmecker-Allels (ohne SNP) ist eine Spaltung durch das Restriktionsenzym möglich. Im Gegensatz dazu kann die Spaltung beim Nicht-Schmecker-Allel durch Fnu4HI nicht erfolgen, weil der vorhandene SNP die Erkennungssequenz des Restriktionsenzyms zerstört

Im Folgenden werden die Durchführungsschritte der einzelnen Methoden im Detail beschrieben.

Tipp

In diesem Versuch kann jede*r Schüler*in seine eigene Probe analysieren. Es empfiehlt sich, ein einheitliches Beschriftungssystem festzulegen, z. B. die Initialen. Das erleichtert den Schüler*innen, ihre eigenen Ansätze aus den Geräten zu holen.

Wichtig

Achten Sie bei der Durchführung auf die allgemeingültigen Prinzipien des sicheren Arbeitens im Labor (sn.pub/rEt5bJ), um Schüler*innen frühzeitig für diese zu sensibilisieren. Es empfiehlt sich, während des gesamten Versuchs Handschuhe zu tragen.

8.2.1 DNA-Extraktion

Zunächst extrahieren Sie Ihre eigene genomische DNA aus Ihren Mundschleimhautzellen (◘ Abb. 8.4).

Abb. 8.4

DNA-Extraktion aus Mundschleimhautzellen. Durch Verwendung des DNA-Extraktionspuffers ist eine Isolation der eigenen genomischen DNA aus abgeschabten Mundschleimhautzellen möglich. Nach Aufschluss der Mundschleimhautzellen und Zentrifugation kann im letzten Schritt der Überstand, welcher die isolierte DNA beinhaltet, vom Pellet getrennt werden (► https://doi.org/10.1007/000-6fx)

Wichtig

Vermeiden Sie 20 min vor der DNA-Extraktion das Kauen von Kaugummi oder ähnlichen Menthol-/ Mint-Süßigkeiten, da das Ergebnis dadurch negativ beeinflusst werden kann. Achten Sie darauf, dass Ihr Mundinnenraum sauber ist und keinerlei Essensreste vorhanden sind.

Für die Extraktion stehen Ihnen zwei Möglichkeiten zur Verfügung. Einerseits kann die Extraktion über eine Mundspülung mit einer 0,9 %-igen Natriumchlorid-Lösung (NaCl) und zweitens die mechanische Extraktion mit einem Zahnstocher durchgeführt werden. Hier wird der Vorgang der mechanischen Extraktion vorgestellt, die Anleitung zur Extraktion mittels NaCl-Lösung finden Sie in ► Abschn. 7.2.1. Pro Person wird ein PCR-Gefäß (200 μL) benötigt. Beschriften Sie dieses mit Ihren Initialen.

Folgendes Reagenz wird in das Reaktionsgefäß pipettiert:

- DNA-Extraktionspuffer:

50 μL

Zur Gewinnung der Zellen schaben Sie mit einem Zahnstocher fünf- bis sechsmal an der Innenseite Ihrer Wange.

Tauchen Sie den Zahnstocher mit der zellbehafteten Seite in die Pufferlösung ihres PCR-Gefäßes ein. Rühren Sie in der Pufferlösung für weitere 30 Sekunden, um so die Zellen abzulösen.

Wichtig

Wiederholen Sie die Schritte, Zellen abschaben und in Pufferlösung ablösen, mit einem neuen Zahnstocher.

Nach Entfernen des Zahnstochers und Verschließen des PCR-Gefäßes wird dieses kurz zentrifugiert (1 sec).

Wichtig

Achten Sie beim Zentrifugieren darauf, dass die Proben ausbalanciert sind (► Abb. 5.2).

Achten Sie darauf, das PCR-Gefäß richtig zu verschließen, da es sonst im Thermozykler zu einer Verdunstung der Reaktionsflüssigkeit kommen kann. Abschließend werden die Proben in den Thermozykler gestellt und der Deckel verschlossen. Überprüfen Sie, dass das Gerät ausgeschaltet ist.

Wichtig

Zum Arretieren des Deckels ist ein zusätzlicher Drehknauf vorhanden. Dieser ist sehr empfindlich. Drehen Sie nicht weiter, sobald Sie einen kleinen Widerstand spüren, sonst bricht der Drehknauf ab.

Die Proben werden dann 10 min bei 95 °C im PCR Gerät inkubiert. Führen Sie den Hitze-Inkubationsschritt mit dem Programm heat block durch. Nach Auswahl des Programms klicken Sie auf upload. Der Name Ihres Thermozyklers erscheint in einem Pop-Up Fenster. Da Ihr Gerät noch ausgeschaltet ist, wird oben links in Ihrem Versuchsfenster no power angezeigt. Schalten Sie Ihr Gerät jetzt ein. Die Inkubation kann am Monitor jetzt in Echtzeit verfolgt werden. Entnehmen Sie die PCR-Gefäße und kühlen Sie diese bei Raumtemperatur kurz ab (ca. 1 min).

Tipp

Um die Wartezeit optimal auszunutzen, können Sie bereits während des Inkubationsschritts mit der Vorbereitung der PCR-Reaktionen beginnen.

Zentrifugieren Sie dann Ihr PCR-Gefäß mit dem enthaltenen DNA-Extrakt für 90 sec. Überführen Sie den Überstand in ein frisches PCR-Gefäß.

Wichtig

Die genomische DNA liegt nach diesem Schritt im Überstand vor. Das Pellet besteht nur aus den Zelltrümmern. Der Überstand wird weiterverwendet und das Zellpellet wird verworfen! Vermeiden Sie das Berühren des Zellpellets mit der Pipettenspitze! Eine Lagerung des DNA-Extrakts ist nicht möglich, daher muss die Probe sofort weiterverwendet werden. Die sorgfältige Durchführung des Extraktionsschritts beeinflusst wesentlich die anschließenden Methoden und den Gesamterfolg des Versuchs. Lassen Sie sich daher für diesen Schritt am meisten Zeit, um ein möglichst aussagekräftiges Ergebnis zu erhalten.

8.2.2 PCR

Mit dem genomischen DNA-Extrakt wird im Anschluss eine PCR durchgeführt (◘ Abb. 8.5).

Abb. 8.5

Durchführung der PCR mit eigenem DNA-Extrakt. Pro Ansatz werden 15 μL EZ PCR Master Mix™ und 10 μL PTC Primer Mix™ in ein PCR-Gefäß pipettiert. Zuletzt werden 5 μL des isolierten eigenen DNA-Extrakts zugegeben. Nach kurzer Zentrifugation der Proben wird die PCR durch Auswahl des Taste Impossible-Protokolls gestartet. Die PCR-Produkte können weiterverwendet oder im Kühlschrank gelagert werden

Jede*r Schüler*in bereitet ein weiteres PCR-Gefäß vor.

Folgende Reagenzien werden in das frische PCR-Gefäß pipettiert:

EZ PCR Master Mix ™	15 μL
PTC Primer Mix ™	10 μL
DNA-Extrakt	5 μL
Gesamt	30 μL

Wichtig

Sorgfältiges Pipettieren beeinflusst den Erfolg des Versuchsergebnisses.

Wichtig

Sobald ein neues Reagenz pipettiert wird, muss die Pipettenspitze gewechselt werden.

Tipp

Werden mehrere Reagenzien in einen Ansatz pipettiert, empfiehlt sich, mit dem größten Volumen zu beginnen. Pipettieren Sie DNA-Proben immer zum Schluss.

Das Gesamtvolumen jedes Ansatzes beträgt 30 μL. Mischen Sie die Reagenzien durch vorsichtiges Auf- und Abpipettieren. Achten Sie darauf, die PCR-Gefäße richtig zu verschließen, da es sonst im Thermozykler zu einer Verdunstung der Reaktionsflüssigkeit kommen kann.

Die vorbereiteten PCR-Proben werden dann kurz zentrifugiert, ca. 3 Sekunden.

Wichtig

Achten Sie darauf, dass die Zentrifugen von den Schülern*innen korrekt beladen werden. Nur dann kann eine sichere Benutzung gewährleistet werden. (► Abschn. 5.5).

Abschließend werden die PCR-Proben in den Thermozykler gestellt und der Deckel verschlossen. Überprüfen Sie, dass das Gerät ausgeschaltet ist.

Wichtig

Zum Arretieren des Deckels ist ein zusätzlicher Drehknauf vorhanden. Dieser ist sehr empfindlich. Drehen Sie nicht weiter, sobald Sie einen kleinen Widerstand spüren, sonst bricht der Drehknauf ab.

Für die PCR wird das bereits gespeicherte Taste Impossible-Protokoll verwendet (► Abschn. 5.3).

Nach Auswahl des Programms klicken Sie auf upload. Der Name Ihres PCR-Geräts erscheint in einem Pop-Up-Fenster.

Die Parameter des PCR-Programms sind in ◘ Tab. 8.1 gezeigt, diese können Sie vorab speichern.

Tab. 8.1 Einstellungen des PCR-Programms für Taste Impossible. Die mit * markierten Schritte geben einen PCR-Zyklus an. Die Gesamtanzahl der Zyklen ist unter number of cycles angegeben

Da Ihr Gerät ausgeschaltet ist, wird oben links in Ihrem Versuchsfenster no power angezeigt. Schalten Sie Ihr Gerät jetzt ein. Die Thermozykler merken sich das zuletzt genutzte Programm. Durch das Anschalten des Geräts nach upload des Programms stellen Sie sicher, dass der Thermozykler kein anderes Programm startet.

Die PCR-Reaktion kann am Monitor in Echtzeit verfolgt werden.

Tipp

Während die PCR-Reaktion läuft, können die Agarose-Gele vorbereitet werden.

Die Dauer der 30 Zyklen beträgt 33 min (65 sec pro Zyklus, ◘ Tab. 8.1). Unter Berücksichtigung der initial denaturation, den Temperaturänderungen zwischen den Schritten sowie der final extension ist die PCR nach etwa 90 min abgeschlossen. Dies wird durch einen Klingelton angezeigt, auf dem Display erscheint status completed. Die PCR-Gefäße können jetzt aus dem Gerät entfernt werden.

Vorsicht:

Der Metalldeckel kann noch heiß sein.

Die Proben können nun direkt weiterverwendet oder im Kühlschrank gelagert werden.

8.2.3 Enzymatischer Restriktionsverdau

Mit den PCR-Proben wird ein Restriktionsverdau mit der Restriktionsenzym Fnu4HI durchgeführt (◘ Abb. 8.6). Die Erkennungssequenz von Fnu4HI ist in ◘ Abb. 8.3 gezeigt.

Abb. 8.6

Restriktionsverdau mit dem Restriktionsenzym Fnu4HI. Pro Ansatz werden je 14 μL PCR-Produkt mit 1,0 μL des Restriktionsenzyms Fnu4HI versetzt. Die Proben werden durch mehrmaliges Auf- und Abpipettieren gut durchmischt. Nach kurzer Zentrifugation der Ansätze wird der Restriktionsverdau für 15 min bei 37 °C durchgeführt

Wichtig

Eine Lagerung der verdauten Proben ist nicht möglich. Daher werden die verdauten PCR-Produkte anschließend sofort mittels Agarose-Gelelektrophorese analysiert.

Jede*r Schüler*in bereitet ein weiteres PCR-Gefäß vor. Folgende Reagenzien werden in das frische PCR-Gefäß pipettiert:

PCR-Produkt	14 μL
Restriktionsenzym Fnu4HI	1,0 μL
Gesamt	15 μL

Wichtig

Um das Ergebnis nicht negativ zu beeinflussen, achten Sie darauf, dass Sie beim Pipettieren des Restriktionsenzyms besonders sorgfältig arbeiten. Mischen Sie die Proben sorgfältig durch Auf- und Abpipettieren, dadurch wird die Restriktionseffizienz erhöht

Zentrifugieren Sie die Proben kurz für ca. 5 Sekunden. Abschließend werden die PCR-Proben in den Thermozykler gestellt und der Deckel verschlossen. Überprüfen Sie, dass das Gerät ausgeschaltet ist.

Wichtig

Zum Arretieren des Deckels ist ein zusätzlicher Drehknauf vorhanden. Dieser ist sehr empfindlich. Drehen Sie nicht weiter, sobald Sie einen kleinen Widerstand spüren, sonst bricht der Drehknauf ab.

Die Proben werden dann für 15 min bei 37 °C im PCR-Gerät inkubiert. Führen Sie den Inkubationsschritt mit dem Programm heat block durch. Nach Auswahl des Programms klicken Sie auf upload. Der Name Ihres Thermozyklers erscheint in einem Pop-Up Fenster. Da Ihr Gerät noch ausgeschaltet ist, wird oben links in Ihrem Versuchsfenster no power angezeigt. Schalten Sie Ihr Gerät jetzt ein. Die Inkubation kann am Monitor in Echtzeit verfolgt werden.

Tipp

Um die Zeit optimal zu nutzen, können jetzt die Agarose-Gele vorbereitet werden, falls dies nicht schon während der PCR geschehen ist.

Die Analyse des Restriktionsverdaus erfolgt mittels Agarose-Gelelektrophorese.

8.2.4 Agarose-Gel-Herstellung

Als nächstes erfolgt die Herstellung eines 2,0 %-igen Agarose-Gels (◘ Abb. 8.7).

Abb. 8.7

Herstellung von Agarose-Gelen für die Gelelektrophorese. Für Taste Impossible werden 2,0 %-ige Agarose-Gele benötigt. Dafür werden 30,00 mL 1x TBE-Puffer mit 0,6 g Agarose versetzt. Durch kurzes Aufkochen entsteht eine homogene, klare Lösung, welche nach Abkühlen auf Handtemperatur mit 3 μL gel staining dye versetzt wird. Die Agarose-Lösung wird in die Gel-Gießapparatur überführt und der Probenkamm in die Halterung gesteckt. Die Verfestigung dauert etwa 15 Minuten

Es bietet sich an, die Agarose-Gele während der Durchführung der PCR zu gießen, um die Zeit optimal auszunutzen (s.o.). In diesem Versuch kann auch die mögliche Lagerung der Gele relevant werden, sofern der Restriktionsverdau und die Agarose-Gelelektrophorese erst am Folgetag durchgeführt werden sollen.

Tipp

Agarose-Gele können bis zu einem Tag im Kühlschrank gelagert werden. Wickeln Sie diese dafür erst in Frischhaltefolie und dann in Alufolie ein. Damit schützen Sie die Gele vor dem Austrocknen und den enthaltenen Farbstoff vor Schädigung durch Lichtstrahlung.

Tipp

In diesem Versuch können acht Schüler*innen ihre Proben auf ein Gel auftragen. Zusätzlich wird pro Agarose-Gel ein DNA-Größenstandard aufgetragen.

Bereiten Sie eine saubere und trockene Gel-Gießapparatur vor und legen Sie einen Probenkamm bereit (► Abschn. 5.4).

Agarose	0,6 g
1x TBE-Puffer	30 mL
gel staining dye	3,0 μL

Wichtig

gel staining dye erst nach dem Abkühlen hinzugeben. Pro 10,0 mL Agarose-Lösung wird 1,00 μL gel staining dye benötigt.

Die Mischung wird zum Lösen der Agarose kurz in der Mikrowelle aufgekocht. Eine klare Lösung zeigt ein vollständiges Lösen der Agarose an. Um einen Siedeverzug zu vermeiden, kann der Vorgang in der Mikrowelle unterbrochen und der Erlenmeyerkolben mehrmals geschwenkt werden. Kühlen Sie die homogene Mischung unter fließendem Wasser bis zur Handwärme ab. Die Lösung wird dann in die Gel-Gießapparatur überführt. Stecken Sie den Probenkamm in die vorgesehene Halterung.

Tipp

Kleine Luftblasen im Gel können mit einer Pipettenspitze entfernt werden.

Nach 15–20 min ist das Gel verfestigt. Entfernen Sie den Probenkamm vorsichtig. Die Agarose-Gele können direkt für die Elektrophorese verwendet werden.

Tipp

Agarose-Gele können bis zu einem Tag im Kühlschrank gelagert werden. Wickeln Sie diese dafür erst in Frischhaltefolie und dann in Alufolie ein. Damit schützen Sie die Gele vor dem Austrocknen und den enthaltenen Farbstoff vor Schädigung durch Lichtstrahlung.

8.2.5 Agarose-Gelelektrophorese

Der letzte Schritt des Versuchs ist die Analyse der verdauten PCR-Proben mittels Agarose-Gelelektrophorese (◘ Abb. 8.8).

Abb. 8.8

Durchführung der Agarose-Gelelektrophorese. Die Agarose-Gele werden in die Elektrophoresekammern überführt und dort mit 1x TBE-Puffer überschichtet, bevor die PCR-Proben aufgetragen werden. Die Auswertung erfolgt mit Hilfe eines DNA-Größenstandards. Bp = DNA-Größenstandard 100 bp, PCR = PCR-Produkt, HO S = Homozygoter Schmecker, HE S= Heterozygoter Schmecker, HO N= Homozygoter Nicht-Schmecker

Die Agarose-Gele können im Schlitten in die Elektrophoresekammern überführt werden.

1x TBE-Puffer zum Überschichten	35 mL
Pro DNA-Probe	12 μL
DNA-Größenstandard	12 μL

Wichtig

Vor dem Auftragen der Proben werden die Agarose-Gele jeweils mit 30 mL 1x TBE-Puffer überschichtet. Nutzen Sie nie mehr als 35 mL 1x TBE-Puffer zum Überschichten der Gele in der Elektrophoresekammer, da der Puffer sonst überläuft.

Wichtig

Pro Agarose-Gel können acht PCR-Proben und ein DNA-Größenstandard aufgetragen werden. Es empfiehlt sich, den DNA-Größenstandard mittig auf das Agarose-Gel aufzutragen.

Wichtig

Berühren Sie mit Ihrer Pipettenspitze dabei nicht den Boden der Probenkammer, da diese sonst beschädigt wird (► Abschn. 5.4.2).

Wichtig

Notieren Sie sich die Reihenfolge, in der Sie die Proben aufgetragen haben.

Verschließen Sie die Elektrophoresekammer. Drücken Sie den run-Knopf und führen Sie die Elektrophorese für 30–45 min durch.

Achten Sie darauf, dass die Banden des DNA-Größenstandards im Bereich 100–300 bp gut aufgelöst, d. h. gut voneinander getrennt, sind.

Nach ca. 30–45 min ist die Gelelektrophorese abgeschlossen. Das Gerät kann jetzt ausgeschaltet werden.

Tipp

Die Auftrennung der DNA-Proben kann durch Betätigung des illuminator-Knopfs auf dem Gerät in Ist-Zeit verfolgt werden. Wird das Licht zu häufig während der Auftrennung angeschaltet oder dauerhaft angelassen, kann das zum Ausbleichen der Proben führen.

Drücken Sie nach Beendigung der Elektrophorese den illuminator-Knopf und dokumentieren Sie Ihr Ergebnis. Die Agarose-Gele können direkt mit dem Smartphone fotografiert werden.

8.3 Ergebnisinterpretation

In diesem letzten Schritt können die DNA-Banden auf dem Agarose-Gel analysiert werden. Je kleiner die DNA-Fragmente sind, desto schneller wandern sie im Agarose-Gel nach unten. Große DNA-Fragmente werden durch die Agarose-Matrix stärker zurückgehalten und sind nach der Gelelektrophorese demnach weiter oben im Agarose-Gel zu finden (► Abschn. 3.2). Durch den Vergleich der DNA-Fragmente mit den jeweiligen definierten Banden des DNA-Größenstandards ist eine Abschätzung der Basenpaarlänge dieser Fragmente möglich. Der Vergleich der Laufweiten der eigenen DNA-Probe mit dem erwarteten Bandenmuster ermöglicht eine Interpretation des Ergebnisses. Nicht verdaute PCR-Proben (PCR-Produkt) des Schmecker- und Nicht-Schmecker-Allels sind im Agarose-Gel als einzelne Bande bei ca. 250 bp erkennbar (◘ Abb. 8.9).

Abb. 8.9

Schematische Darstellung des 2 %-igen Agarose-Gels. Das unverdaute PCR-Produkt (unabhängig vom Genotyp), der Vergleich der DNA-Fragmente des Schmecker- und Nicht-Schmecker-Allels nach dem Restriktionsverdau sowie deren Mischtyp ist gezeigt. Bp = DNA-Größenstandard 100 bp, PCR = PCR-Produkt, HO S= Homozygoter Schmecker, HE S= Heterozygoter Schmecker, HO N= Homozygoter Nicht-Schmecker

Nach dem Restriktionsverdau sind folgende Ergebnisse zu erwarten: Für das Nicht-Schmecker-Allel tritt eine Bande bei ca. 250 bp auf, weil der vorhandene SNP785 die Erkennungssequenz des Restriktionsenzyms Fnu4HI zerstört und so eine Spaltung nicht möglich ist (◘ Abb. 8.3). Bitterstoffe können in diesem Fall nicht wahrgenommen werden. Beim Schmecker-Allel können zwei Fragmente auf dem Gel bei ca. 150 bp und ca. 100 bp identifiziert werden, da kein SNP vorliegt und folglich die intakte Erkennungssequenz eine Spaltung durch das Restriktionsenzym Fnu4HI ermöglicht. Folgenden Varianten können aus den Versuchsergebnissen für den Genotyp und Phänotyp des bitteren Schmeckens abgeleitet werden (◘ Tab. 8.2).

Tab. 8.2 Interpretation des Versuchsergebnisses auf der Ebene des Genotyps und Phänotyps

Wichtig

Ein heterozygoter Schmecker kann nur bei einem vollständig abgelaufenen Restriktionsverdau identifiziert werden. Ein unvollständiger Verdau würde das eigentliche Vorliegen eines homozygoten Schmeckers verfälschen.

Der Erfolg des Versuchs kann maßgeblich durch Vermeiden einiger Fehler gesteigert werden. In Kapitel (► Kap. 5) sind jeweils zu den spezifischen Methoden Tabellen zu finden, die auf mögliche Probleme und Fehlerquellen hinweisen.

8.4 Checkliste

Im Folgenden finden Sie eine Auflistung aller notwendiger Reagenzien und Lösungen, sowie Hinweise zu deren Herstellung.

Für einen reibungsfreien Ablauf der praktischen Einheit in Ihrem Unterricht können Sie mehrere Vorbereitungen vornehmen. Genauere Informationen dazu entnehmen Sie bitte ► Kap. 5. Diese sind für ► Kap. 6, 7, 8 und 9 identisch.

Die Angaben und Empfehlungen in diesem Kapitel werden häufig in Gruppen angegeben. Dabei entspricht eine Gruppe zwei Schüler*innen. Sie sind darauf ausgerichtet, den Versuch pro Person einmal vollständig durchzuführen. Sie können individuell entscheiden, mit welcher Gruppenstärke Sie die Versuche durchführen wollen. Obwohl alle Schüler*innen mit ihrer eigenen Probe arbeiten, empfiehlt es sich, mindestens Zweier-Gruppen einzuteilen. Dadurch kann an Geräten gespart werden und eventuell verringern Teams die Fehlerrate.

8.4.1 Reagenzien

• DPX™ DNA extraction buffer (miniPCR™, USA)

• EZ PCR Master Mix™ (2x), Load Ready™ (miniPCR™, USA): PCR-Puffer, Mg²⁺ Ionen, Taq-DNA-Polymerase, dNTPs (Deoxynukleosidtriphosphate), DNA-Auftragspuffer, 2x konzentriert

• PTC Primer Mix, Load Ready™ (miniPCR™, USA): Primer_vorwärts, Primer_rückwärts

  Restriktionsenzym: Fnu4HI (miniPCR™, USA)

In ◘ Tab. 8.3 finden Sie Angaben, wie Sie die Reagenzien an eine Gruppe ausgeben können. Für den Restriktionsverdau wird zusätzlich das Restriktionsenzym benötigt. Dieses wird nicht aliquotiert, da sonst zu große Verluste entstehen. Falls die Extraktion der genomischen DNA nicht mit einem Zahnstocher erfolgt, wird alternativ noch 0,9 %-ige NaCl-Lösung benötigt (► Abschn. 7.2.1).

Tab. 8.3 Angabe über Volumina der Reagenzien zur Ausgabe an eine Gruppe

8.4.2 TBE-Puffer

Für die Agarose-Gel Herstellung und die Agarose-Gelelektrophorese müssen Sie 1x TBE-Puffer herstellen. ◘ Tab. 8.4 zeigt, wie Sie abhängig von dem Konzentrat 1x TBE-Puffer herstellen. Bei der Herstellung wird destilliertes Wasser verwendet.

Tab. 8.4 Herstellung von 1x TBE-Puffer unterschiedlicher Volumina

Wichtig

Pro Agarose-Gel werden 30 mL 1x TBE-Puffer benötigt. Für die Agarose-Gelelektrophorese werden weitere 30 mL 1x TBE als Laufpuffer verwendet. Hierzu wird jedes Agarose-Gel vor dem Auftragen der Proben mit 30 mL 1x TBE-Puffer überschichtet.

Entsprechend ist die benötigte Menge an 1x TBE-Puffer direkt von der Menge benötigter Gele abhängig. Wie Sie bei der Berechnung vorgehen und nähere Informationen zur individuell benötigten Menge an 1x TBE-Puffer finden Sie unter ► Abschn. 8.2.4.

Wichtig

Der 1x TBE-Puffer kann bei Raumtemperatur gelagert werden. Eine Verwendung ist so lange möglich, wie keine Flocken in der Lösung erkennbar sind.

8.4.3 Agarose-Gel-Herstellung

Für die Herstellung der Agarose-Gele können Sie sich an ◘ Tab. 8.5 orientieren.

Tab. 8.5 Angaben zur Herstellung eines 2,0 %-igen Agarose-Gels

• Agarose für DNA-Elektrophorese (SERVA, Deutschland)

• TBE-Puffer (SERVA, Deutschland): Tris, EDTA-Na₂- Salz, Borsäure

• DNA-Stain GelGreen® nucleic acid gel stain (miniPCR™, USA): 10,000x in Wasser

• DNA-Größenstandard (miniPCR™, USA): 12 Banden im Bereich von 100–3000 bp

Alternativ kann TAE-Puffer (Tris, EDTA-Na₂- Salz, Essigsäure; SERVA, Deutschland) verwendet werden.

Tipp

Für den schulischen Gebrauch empfiehlt sich, TBE-Puffer zu verwenden:

• Die vollständige Verfestigung des Agarose-Gels verläuft im Vergleich zur Verwendung von TAE-Puffer schneller.

• Agarose-Gele mit TBE-Puffer sind bei der Handhabung weniger empfindlich.

Wichtig

Achten Sie darauf, dass sich die Agarose für die DNA-Analyse mittels Elektrophorese eignet.

Wichtig

Tragen Sie Handschuhe bei der Herstellung und Beladung der Agarose-Gele.

Bei diesem Versuch können pro Gel acht Proben und ein DNA-Größenstandard aufgetragen werden. Entsprechend können sich acht Schüler*innen ein Gel teilen. Es empfiehlt sich, den DNA-Größenstandard mittig auf das Agarose-Gel aufzutragen. Die Anzahl der benötigten Agarose-Gele berechnet sich wie folgt:

$$ Anzahl\ Gele=\frac{Gesamtanzahl\ Proben}{8} $$

(8.1)

Beispielrechnung:

Bei einer Klasse mit 24 Schüler*innen werden demnach 3 Gele benötigt.

Die nötige Menge an TBE-Puffer (1x konzentriert) in mL lässt sich wie folgt berechnen:

$$ TB{E}_{Puffer}=\left( Anzahl\ Gele\times 60\ mL\right)+60\ mL $$

(8.2)

Bei drei Gelen benötigen Sie demnach 240 mL einer einfach konzentrierten TBE-Puffer Lösung. In dieser Angabe ist die Menge an TBE-Puffer für das Gießen der sechs Agarose-Gele sowie für die Verwendung als Laufpuffer in der Agarose-Gelelektrophorese einkalkuliert. Zudem werden bei dieser Berechnung zwei Fehlversuche bei der Agarose-Gel-Herstellung mitberücksichtigt. Anhand der Beispielrechnung würden Sie sich 300 mL 1x TBE-Puffer herstellen. Ausgehend von einem 10x TBE-Konzentrat würden Sie für die Herstellung 30 mL 10x TBE-Konzentrat mit 270 mL destilliertem Wasser versetzten, um so Ihren 1x TBE-Puffer zu erhalten. Der Rechenweg ist nachfolgend dargestellt. Zur Herstellung des 1x TBE-Puffers lässt sich die benötigte Menge an TBE-Konzentrat in mL wie folgt berechnen:

$$ Menge\kern0.5em TB{E}_{Konzentrat}\ mL=\frac{Gesamtvolumen\ 1x\ TB E- Puffer\ mL}{Faktor\ des\ Konzentrats} $$

(8.3)

Für unser Beispiel ergeben sich so:

$$ Menge\kern0.5em 10x\kern0.5em TB{E}_{Konzentrat}\ mL=\frac{300\ mL}{10}=30\ mL $$

(8.4)

Die Menge an destilliertem Wasser in mL ergibt sich dann wie folgt:

$$ {\displaystyle \begin{array}{l} Menge\ {H}_2{O}_{dest.}\ mL= Gesamtvolumen\kern0.5em 1x\kern0.5em TB E- Puffer\ mL\\ {}- Menge\kern0.5em TB{E}_{Konzentrat}\ mL\end{array}} $$

(8.5)

Bezogen auf unser Beispiel ergibt sich:

$$ Menge\ {H}_2{O}_{dest.}\ mL=300\ mL-30\ mL=270\ mL $$

(8.6)

8.5 Fachwissenschaftliche Information für Lehrkräfte

8.5.1 Die Geschmackswahrnehmung

Die gustatorische Wahrnehmung wird durch Reizung der Geschmacksknospen, welche zu den spezifischen Sinnesorganen des Geschmacks gehören, hervorgerufen (◘ Abb. 8.10). Die Hauptbestandteile dieser Knospen sind sensorische Neuronen, die am Ende, d. h. an der Oberfläche der Zunge, mit Geschmacksrezeptoren besitzenden Mikrovilli versetzt sind. Nach Stimulation durch einen Geschmacksstoff leiten Nervenfasern (am entgegengesetzten Ende jedes Neurons) dann die elektrischen Impulse an das Gehirn weiter (Chaudhari & Roper, 2010).

Abb. 8.10

Aufbau einer Geschmacksknospe. Die sensorischen Neuronen sind in Richtung der Geschmackspore mit Geschmacksrezeptoren besitzenden Mikrovilli versetzt. Nach Stimulation durch einen Geschmacksstoff leiten Nervenfasern dann den elektrischen Impuls an das Gehirn weiter. Die Nervenfasern sind hierbei entgegengesetzt zur Zungenoberfläche lokalisiert

Grundsätzlich sind wir in der Lage, fünf Geschmacksrichtungen wahrzunehmen: bitter, süß, sauer, salzig und umami (Chaudhari & Roper, 2010). Umami entspricht dabei dem Geschmack von Glutamat und Aspartat. Wir haben daher die Fähigkeit, potenziell schädliche und giftige Substanzen (bitter, sauer) (Lalueza-Fox et al., 2009) von nahrhaften, nützlichen (süß, salzig, umami) zu unterscheiden (Chaudhari & Roper, 2010).

Im Gegensatz zu den äußerst vielfältigen Geschmacksstoffen, die wir als süß, z. B. Kohlenhydrate (Glucose, Saccharose, Peptidderivate, diverse Proteine) oder bitter, z. B. Alkaloide oder Pflanzenstoffe empfinden, werden der saure Geschmack durch das Wasserstoff-Ion und salzige Substanzen durch das Natrium-Ion wahrgenommen. Die Aminosäuren Aspartat und Glutamat sind für die Identifizierung der als umami bezeichnete Geschmacksrichtung verantwortlich.

Im Falle von bitteren, süßen und umami Geschmacksstoffen werden diese über 7TM-Rezeptoren,bestehend aus sieben Transmembranhelices, registriert (Hatt, 2019, S. 773–780), wohingegen bei salzigen und sauren Substanzen die direkte Aufnahme über Membrankanäle erfolgt. Dies führt zu einer Polarisierung der Membran, die dann zur Übertragung des Nervenimpulses führt.

Da die Signaltransduktionswege der 7TM-Rezeptoren über G-Proteine verlaufen, bezeichnet man sie häufig auch als G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (GPCRs) (Christen et al., 2016, S. 331–344, 363–374).

8.5.2 Signaltransduktionswege

Alle Signalübertragungswege folgen dem Prinzip eines molekularen Schaltkreises. Solche molekularen Schalter stellen die Klasse der G-Protein dar. In ihrem GTP-gebundenen aktiven Zustand können sie Signale übertragen, wohingegen sie im inaktiven GDP-gebundenen Zustand (Heterotrimer) die Signalübertragung verhindern (Berg et al., 2018, S. 469–498).

Prinzip der Signalübertragung (Christen et al., 2016, S. 331–344)

• 1. Signalwahrnehmung durch Interaktion mit Zelloberflächenrezeptor:

  • Ausschüttung eines primären Botenstoffs.

  • Signalmoleküle (Ligand) binden an Rezeptoren in der Zellmembran.

  • Übertragen der Information an das Zellinnere, dass Molekül gebunden hat.

• 2. Verstärkung des Signals durch Aktivierung bestimmter Kaskaden:

  • Konformationsänderung wird durch sekundäre Botenstoffe weitervermittelt.

  • Konzentrationsänderung von sekundären Botenstoffen wie z. B. cAMP, cGMP oder der Ca²⁺-Ionen tritt ein.

• 3. Übertragung des Signals durch Aktivierung von Effektoren:

  • Effektoren wirken direkt auf physiologische Reaktion ein.

  • Pumpen oder Kanäle werden geöffnet, Enzyme oder Transkriptionsfaktoren aktiviert.

• 4. Auslösung von Reaktionen:

  • Steuerung von Stoffwechselwegen, Genexpression, Durchlässigkeit von Membranen.

Rückkopplungsmechanismen steuern Signalübertragungsvorgang und beenden dann die Signalübertragung.

8.5.3 G-Protein-gekoppelte Geschmacksrezeptoren

Sofern ein Rezeptor sowohl eine extrazelluläre als auch eine intrazelluläre Domäne besitzt, wird er als Transmembranproteinrezeptor bezeichnet.

Die größte Klasse von Zelloberflächenrezeptoren stellen die 7TM-Rezeptoren dar, welche auch als G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (GPCRs) bezeichnet werden (◘ Abb. 8.11) (Hatt, 2019, S. 773–780). Diese Klasse von Rezeptoren ist auch bei der Erkennung bitterer Geschmacksstoffe involviert.

Abb. 8.11

Vereinfachte schematische Darstellung der Aktivierung G-Protein-gekoppelter Rezeptoren (GPCRs). Die sieben Transmembranhelices der GPCR sind farbig dargestellt und mit 1–7 nummeriert. Im inaktiven Zustand ist das daran gebundene G-Protein aus einem Heterotrimer (α-, β- und γ-Untereinheit) aufgebaut. GDP (rot) ist an die α-Einheit gebunden. Durch Interaktion des Liganden mit dem GPCR wird in der intrazellulären Domäne des Rezeptors eine Konformationsänderung induziert. Diese führt unter Abspaltung der Heterodimeren β- γ-Einheit und Bindung von GTP (grün) zur Aktivierung des G-Proteins. Folglich wird durch die aktive α-Untereinheit die Signalkaskade eingeleitet

Aufgrund ihrer großen Diversität sind GPCRs an der Vermittlung zahlreicher biologischer Funktionen beteiligt (z. B. Geschmack, Geruch, Sehen, Hormonwirkung und -ausschüttung, Exozytose, Regulation des Blutdrucks, Zellwachstum und Zelldifferenzierung…).

Die Interaktion eines Liganden mit dem Rezeptor ruft eine Konformationsänderung des Rezeptors auf der intrazellulären Seite hervor. Infolgedessen kommt es zur Aktivierung des G-Proteins und eine Signalkaskade wird ausgelöst.

Die Kodierung spezifischer GPCRs, die an der bitteren Geschmackswahrnehmung beteiligt sind, erfolgt durch die Gene der TAS1R- und die TAS2R-Genfamilie. Innerhalb der TAS2R-Genfamilie (Carrai et al., 2011) machen 43 verschiedene Geschmacksrezeptoren die Identifizierung bitterer Geschmacksstoffe möglich. Diese GPCRs werden ausschließlich in den Geschmacksrezeptorzellen der Geschmackspapillen auf der Zunge exprimiert.

Der am besten charakterisierte Rezeptor bindet Liganden wie 6-n-Propylthiouracil (PROP6) sowie Phenylthiocarbamid (PTC) (Hwang et al., 2016) und wird durch das TAS2R38-Gen kodiert (Lalueza-Fox et al., 2009). Phenylthiocarbamide kommen in bitter schmeckenden Gemüsesorten, wie z. B. Rosenkohl, vor (Hwang et al., 2016).

Es ist bekannt, dass Variationen in der DNA des TAS2R38-Gens beim Menschen zur Beeinflussung der Geschmackswahrnehmung führen (Hayes et al., 2008). Sogenannte SNPs sind dabei verantwortlich, ob ein Individuum die Fähigkeit besitzt, PTC als bitter zu schmecken oder nicht. Es sind drei SNPs bekannt (Duffy et al., 2004; Sollai et al., 2017), wodurch sich folgende zwei Allele PAV (Schmecker) und AVI (Nicht-Schmecker) ergeben. In der menschlichen Population gibt es Individuen PAV homozygot (starker Schmecker), AVI homozygot (Nicht-Schmecker) oder heterozygot (moderater Schmecker) (Duffy et al., 2004). Das Nicht-Schmecker-Allel wird bei Menschen rezessiv vererbt (Blakeslee, 1932).

8.6 Didaktische Überlegungen für Ihren Unterricht

8.6.1 Lehrplanbezug und Kompetenzförderung

Unter den fünf Geschmacksrichtungen, die Menschen wahrnehmen können, ist die bittere am vielfältigsten. Für keinen anderen Geschmack besitzen wir so viele Rezeptoren wie für Bitterstoffe (Behrens & Meyerhof, 2006). Gerade deswegen eignet sich dieses Modul besonders gut, Schüler*innen einen persönlichen Zugang zur Genetik zu ermöglichen und diese auch im Licht der Evolution zu beleuchten. Warum war es für uns Menschen besonders wichtig, verschiedenste Nuancen bitterer Geschmacksstoffe wahrnehmen zu können? In dem Zusammenhang kann auch der Einfluss der Industrialisierung auf unsere Nahrungsmittel reflektiert werden. Beispielsweise können in Supermärkten hauptsächlich Produkte von Hybridpflanzen gekauft werden, denen die Fähigkeit, Bitterstoffe zu produzieren fehlt, da diese heutzutage herausgezüchtet wird (Becker, 2011, S. 10 f)¹. Bei dieser modernen Entwicklung in der Lebensmittelindustrie können neben den ökologischen (Sortenverarmung) auch die gesundheitlichen Folgen diskutiert werden, denn einige Bitterstoffe wie Intybine und Lactucin gelten als gesund und kommen sogar in der Naturheilkunde zum Einsatz ².

Neben diesem Lebensweltbezug kann die bittere Geschmackswahrnehmung auch Modellcharakter für die Signaltransduktion annehmen. Diese funktioniert trotz der vielfältigen Rezeptoren analog zu umami und süß über die G-Protein-gekoppelte Weiterleitung. Dabei eröffnet die Signaltransduktion durch die Verknüpfung mit der Neurobiologie einen tieferen Einstieg in den vollständigen Weg von der Ligandenbindung über den Wechsel des chemischen zum elektrischen Signal bis hin zur Informationsverarbeitung im Gehirn. Damit kann neben den hier untersuchten Unterschieden auf genetischer Ebene (Basiskonzept Entwicklung) auch die damit einhergehende Struktur-Funktions-Beziehung thematisiert und auf das entsprechende Basiskonzept zurückgeführt werden.

Eine Übersicht verschiedener Lernbereiche und deren mögliche Kompetenzerwartungen sind exemplarisch mit Beispielen aus dem bayerischen Lehrplan in ◘ Tab. 8.6 gezeigt (S. f. S. u. B. ISB, 2022).

Tab. 8.6 Lernbereiche und Kompetenzerwartungen zum Modul Taste Impossible

8.6.2 Schülerorientierung

In diesem Modul ist die Gegenüberstellung von Gen und Merkmal sowie Genotyp und Phänotyp gut möglich, da sich die Auswirkungen der genetischen Variation direkt in der bitteren Geschmackswahrnehmung auf der phänotypischen Ebene wiederspiegeln. Entsprechend sollte der Wechsel der beiden Ebenen vom Genotyp zum Phänotyp im Verlauf der Durchführung der PCR explizit thematisiert werden, um die Trennung der beiden Ebenen immer wieder zu klären (Kattmann, 2015). Besonders empfehlenswert ist die Thematisierung der gesamten Wirkkette (Schwanewedel et al., 2008). Für den Unterrichtseinstieg in das Thema können einerseits individuelle phänotypische Beobachtungen in der Klasse dienen, um eine Problemfrage für die DNA-Analyse zu generieren – warum schmecken wir die Geschmacksrichtung bitter unterschiedlich? Andererseits eignet sich auch der fachliche Zugang über die unterschiedlichen Genotypen und die beiden dafür verantwortlichen Allele (PAV vs. AVI, ► Abschn. 8.5) nach der Behandlung der klassischen Genetik, wobei die Punktmutation als Grund für eine veränderte Aminosäuresequenz und damit eine veränderte Rezeptorfunktion als fachlich bedeutsames Konzept für die genetische Variabilität erarbeitet werden kann. ◘ Abb. 8.12 verdeutlicht die komplexen Zusammenhänge von Genotyp und Phänotyp und deren Verknüpfung über die vier verschiedenen Analyseschritte DNA-Extraktion, PCR, Restriktionsverdau und Agarose-Gelelektrophorese. Darüber hinaus bietet sich eine gesellschaftlich relevante Querverbindung zur Lebensmittelindustrie an, da Gene für die Produktion von Bitterstoffen über Züchtung gezielt in grünem Gemüse minimiert oder daraus entfernt werden, um dem Kundengeschmack entgegenzukommen. In dem Zusammenhang kann dann der Unterschied des Merkmals „Bitter-schmecken“ und dem menschlichen Genotyp „Punktmutation in TAS2R“ weiterführend diskutiert werden, weil die untersuchte Einheit sich nur auf Phenylthiocarbamide bezieht, es aber noch weitere bittere Geschmacksstoffe gibt, die von anderen Rezeptoren wahrgenommen werden. Dabei könnte auch Geschmack als Komposition verschiedener Moleküle diskutiert werden, denn Rosenkohl schmeckt anders als Chicorée, obwohl beide u. a. durch Phenylthiocarbamide bitter schmecken. Damit könnte sowohl das Denken in Vielfalt (Kattmann, 2015) als auch von multifaktoriellen Gegebenheiten geübt werden (Schwanewedel et al., 2008).

Abb. 8.12

Darstellung der Zusammenhänge zwischen genetischen und phänotypischen Grundlagen sowie deren Verknüpfung mit molekularbiologischen Methoden. Am Beispiel Taste Impossible wird der Ebenenwechsel (Genotyp – Analyse – Phänotyp) grafisch verdeutlicht

8.6.3 Umsetzung Taste Impossible als Gruppenpuzzle

Das Gruppenpuzzle (z. B. Frey-Eiling & Frey, 2011) ist eine Form der Gruppenarbeit und kann als Form des kooperativen Lernens die Lernergebnisse von Schüler*innen gegenüber dem Frontalunterricht verbessern (Preska, 2015; Tepner et al., 2009). Es eignet sich dafür, durch die Lehrkraft strukturierte, komplexe Themenbereiche von den Schüler*innen in Gruppen kooperativ bearbeiten zu lassen und kann so in Anlehnung an Gerstenmaier & Mandl (1995) konstruktivistisches Lernen im Biologieunterricht u. a. durch (1) Umgang mit realistischen Problemen und authentischen Situationen, (2) multiple Kontexte für einen flexiblen Transfer auf andere Problemstellungen, (3) kooperatives Problemlösen in Lerngruppen sowie (4) gemeinsames Lernen in der Interaktion unterstützen.

Jede dieser Gruppen, die sogenannten Expertengruppen, bearbeiten einen anderen Teil des hier vorgestellten Moduls. Zum Modul Taste Impossible bieten sich mehrere Expertengruppen in Vorbereitung auf die gemeinsame praktische Arbeit an, um einerseits die fachlichen Informationen gezielt für den Kontext zu wiederholen bzw. neu aufbereiten zu lassen und andererseits Hintergrundwissen für das methodische Vorgehen bei der PCR und Agarose-Gelelektrophorese in den Gruppen bereitzustellen. Dann werden die Expertengruppen aufgelöst und neue Gruppen, die Vermittlungsgruppen, gebildet. In den Vermittlungsgruppen erklärt jede*r Expert*in den anderen Schüler*innen, was diese zuvor in der Expertengruppe über ihre Spezialgebiete gelernt hat. Die Umsetzung wird in ◘ Abb. 8.13 zusammenfassend gezeigt.

Abb. 8.13

Gruppenbildung und Ablauf eines Gruppenpuzzles zum Modul Taste Impossible (► https://doi.org/10.1007/000-6fw)

Vorbereitung

• Teilen Sie das fachliche und methodische Hintergrundwissen für das Modul Taste Impossible für die Umsetzung in den beiden Unterrichtsdoppelstunden in fachlich sinnvolle und ungefähr gleich große Erarbeitungsgebiete für die Schüler*innen auf. Es bieten sich u. a. diese sechs Expertenthemen mit je drei fachlichen und methodischen Schwerpunkten an: (1) Grundlagen der Genetik (Mendel, DNA usw.) (Basiswissen, Anforderungsbereich I, ► Abschn. 4.1); (2) Gen-Mutationen mit SNP und seinen Auswirkungen (Anforderungsbereich I-II); (3) Bitter-schmecken mit G-Protein-Kaskade (Anforderungsbereich III). (4) PCR-Methode (Anforderungsbereich II, Abschn. ► 3.1 und ► Abschn. 8.2.2); (5) Agarose-Gelelektrophorese mit Interpretation des Gel-Bilds (Anforderungsbereich II, ► Abschn. 3.2 und ► Abschn. 8.2.5); (6) Restriktionsverdau und Enzyme (Anforderungsbereich III). Die Planung von unterschiedlich komplexen Unterthemen bzw. zu wiederholenden und neu zu erarbeitenden Elementen bietet darüber hinaus gute Möglichkeiten für die Differenzierung innerhalb der Lerngruppe. Nach didaktischen Erwägungen oder falls die Schüler*innenzahl in der Klasse nicht vollständig aufgeht, können ausgewählte Unterthemen auch mit doppelter Anzahl von Schüler*innen besetzt werden, die an dem Thema arbeitsgleich arbeiten.

• Bereiten Sie entsprechendes Arbeitsmaterial vor (Texte, Bildmaterial, Videos, kleine Handexperimente, Modelle/Modellbaukasten etc.); eine Auswahl steht Ihnen auch im Online-Material zur Verfügung (► Abschn. 8.7).

• In unserem Beispiel gehen wir von 30 Schüler*innen im Biologiekurs aus. Sie können die Anzahl der Expertenthemen und die Größe der Vermittlungsgruppen nach Bedarf an Ihre Klassengröße anpassen. Teilen Sie zu Beginn des Unterrichtsmoduls Ihre gesamte Lerngruppe in kleine bis mittelgroße Gruppen je nach Anzahl der vorgesehenen Expertenthemen auf (hier: sechs Expertengruppen mit je fünf Personen) und geben Sie die vorbereiteten Materialien in die so entstandenen Expertengruppen.

Aneignungsphase

• Jede*r Lernende der Expertengruppe bearbeitet die Fragestellung des Themas.

• Die Expertengruppe stellt die wesentlichen Punkte des Themas zusammen und erstellt didaktische Materialien (Tischvorlage, Wandzeitung, PowerPoint-Präsentation, digitale Pinnwand, shared documents usw.), damit jedes Gruppenmitglied über die gleichen Informationen in der Vermittlungsphase verfügen kann.

• Jedes Mitglied einer Expertengruppe ist am Ende dieser Aneignungsphase Experte seines Gruppenthemas.

Vermittlungsphase

• Die gesamte Lerngruppe wird nun in sog. Vermittlungsgruppen neu zusammengesetzt, sodass je ein Experte der o. g. sechs Unterthemen in einer Vermittlungsgruppe vorhanden ist. In unserem Beispiel zum Modul Taste Impossible resultieren fünf Vermittlungsgruppen, bestehend aus je sechs Experten. Sollten Sie mehr Expertenthemen vorbereitet haben, erhöht sich die Anzahl der Schüler*innen in den Vermittlungsgruppen entsprechend.

• Jede*r Expert*in erklärt den anderen Gruppenmitgliedern das eigene Spezialgebiet und lernt dabei von den anderen.

• Die neuen Informationen sollten nicht nur vermitteln, sondern von den Gruppenmitgliedern auch reflektiert und auf die praktische Durchführung der PCR, des Restriktionsverdaus und die Agarose-Gelelektrophorese angewendet werden. Dies kann gewährleistet werden, wenn sich die Expertengruppen eines Unterthemas zuvor Aufgaben für die neuen Gruppen überlegen und so die lernenden Nicht-Experten zur Anwendung des neu gelernten Stoffs anleiten.

Schwierigkeiten, die bei der Anwendung des Gruppenpuzzles auftauchen können

• Die Schnittstellen zwischen kooperativer Arbeitsphase und individuellen Lernschritten müssen gut geplant werden, damit keine Unruhe aufkommt und möglichst wenig Zeit ineffizient verstreicht.

• Es arbeiten nicht alle Schüler*innen gleich schnell, daher sollten Zusatzmaterialien ggf. für die Schnellen vorbereitet werden und zur Verfügung stehen. Schwächere Schüler*innen können mit variierenden Medien unterstützt werden (z. B. Erklärvideos, Anfertigen von Sprachnotizen etc.).

8.7 Online-Material

Zur weiteren Vertiefung steht Ihnen zusätzliches Material online zur Verfügung (sn.pub/rEt5bJ). Unter anderem finden Sie dort die Flussdiagramme zu den Abläufen des praktischen Vorgehens in detaillierter Ausführung. Diese eignen sich als Arbeitsanweisungen für Schüler*innen für die praktische Umsetzung und können direkt ausgedruckt werden. Entsprechend stehen Ihnen auch die Bild- und Videodateien zur Nutzung im Unterricht zur Verfügung. Des Weiteren finden Sie dort verschiedene Aufgabenformate zu versuchsspezifischen Fragen, die auch für die Erarbeitungsphasen in den Expertengruppen und Vermittlungsgruppen herangezogen werden können. Die Musterlösungen werden Ihnen dort ebenfalls angegeben und können von den Lerngruppen als Feedback genutzt werden.

Beispiel

Auszug eines Arbeitsblatts für Taste Impossible

Bei der Vererbung der Schmeckfähigkeit bzw. Nicht-Schmeckfähigkeit bitterer Stoffe wird das Nicht-Schmecken autosomal rezessiv vererbt.

Zeichnen Sie das Kreuzungsquadrat, wenn beide Eltern heterozygote Schmecker (HE S) sind. Geben Sie die jeweiligen Wahrscheinlichkeiten für die jeweiligen Geno- und Phänotypen an (T: Schmecker, t: Nicht-Schmecker).

Das hier vorgestellte Versuchskonzept kann ohne weitere Sicherheitsregularien an Schulen durchgeführt werden. Trotzdem können Sie online die entsprechenden Sicherheitsdatenblätter abrufen (sn.pub/rEt5bJ).

8. Zusammenfassung

Der Versuch Taste Impossible bettet den Einfluss eines Einzelnukleotidpolymorphismus (SNP) im Genotyp auf die Funktionalität eines Enzyms und seine Auswirkung auf die bittere Geschmackswahrnehmung auf der Merkmalsebene ein. Dabei können Lehrkräfte und ihre Lerngruppen die eigenen Allele eines Rezeptors für bitteren Geschmack untersuchen. Der Einzelnukleotidpolymorphismus gibt im Anschluss darüber Auskunft, ob Sie mit ihrem Genotyp Polycarbamide, die z. B. den bitteren Geschmack in grünem Gemüse hervorrufen, schmecken können oder nicht. In diesem Kontext kann damit das Konzept des Genotyps und der genetischen Variabilität mit ihrer Auswirkung auf den Phänotyp persönlich erfahrbar gemacht werden. Dieses Kapitel enthält eine detaillierte Anleitung zur Durchführung mit wichtigen Hinweisen, wie Sie Schüler*innen im Verständnis dieser komplexen Thematik unterstützen und praktische Fehler bei der Durchführung der PCR und Agarose-Gelelektrophorese vermeiden können. Diese praktische Einheit kann damit leicht an die individuellen Bedürfnisse Ihres Unterrichts angepasst werden, dazu werden Hilfestellungen und methodische Tipps gegeben.