5.1 Inhaltlicher und fachmethodischer Aufbau

In den nachfolgenden ► Kap. 6, 7, 8, 9, und 10 finden Sie detaillierte Anleitungen zur praktischen Durchführung der molekularbiologischen Methoden in Ihrem Klassenzimmer. Die Methoden sind jeweils durch Kontexte eingerahmt, die einen individuellen Bezug zulassen. Die Module unterscheiden sich in ihrer Komplexität. Dabei ist das einfachste Modul Tatort DNA (► Kap. 6), welches am wenigsten Zeit für die Durchführung im Klassenzimmer in Anspruch nimmt. Die Module Eat, Sleep, Repeat (► Kap. 7) sowie Taste Impossible (► Kap. 8) und Food Wars Episode /(s. ► Kap. 9) ähneln sich in ihrem Umfang, da in beiden Fällen neben der PCR und der Agarose-Gelelektrophorese die DNA-Extraktion als weitere Technik hinzukommt. Die DNA-Analyse basiert auf unterschiedlichen genetischen Grundlagen, dabei wird die Untersuchung Taste Impossible und Food Wars Episode / durch die praktische Durchführung eines Restriktionsverdaus ergänzt. Das letzte Modul Food Wars Episode II (► Kap. 10) ist eher für fortgeschrittene Schüler*innen geeignet und stellt wissenschaftliche Erkenntnismethoden am Beispiel des Experimentierens mit systematischer Variablenkontrolle in den Mittelpunkt. Das dort vorgestellte Experimentierdesign kann allerdings auch in kleinere Untersuchungsteile aufgeteilt werden, ohne dabei den gesamten Zyklus der Erkenntnisgewinnung zu durchlaufen. So sind Verknüpfungen zu anderen naturwissenschaftlichen Disziplinen möglich, z. B. Proteinchemie, chemische Nachweismethoden sowie Qualitätsanalyse in der Lebensmittelindustrie. Die Umsetzung erfolgt im micro scale-Maßstab, wodurch ressourcenschonend und kostengünstig gearbeitet werden kann.

Sie haben als Lehrkraft die Möglichkeit, ihren Schwerpunkt selbst zu wählen und die Komplexität je nach Leistungsniveau Ihrer Schüler*innen individuell anzupassen. Die Umsetzung ist ohne zusätzliche Sicherheitsregularien im Klassenzimmer möglich.

5.2 Verschiedene Unterrichtsmethoden zur Umsetzung

Auch die Unterrichtsmethoden zur Einbindung der Arbeitstechniken und Experimente in den Biologieunterricht haben wir so gewählt, dass wir einerseits an für Sie wohlbekannte Unterrichtsmethoden und Vorgehensweisen aus der Unterrichtspraxis anknüpfen. Andererseits möchten wir Ihnen aber auch mit Blick auf die Erkenntnisgewinnung mit neuen Arbeitstechniken weitere Impulse für den strukturierten Wissensaufbau und das selbstständige Experimentieren der Schüler*innen geben.

Daher haben wir uns ausschließlich für Unterrichtsmethoden und -konzepte entschieden, die das selbstgesteuerte Lernen der Schüler*innen entweder individuell oder kooperativ in den Mittelpunkt stellen. Entsprechend empfehlen wir für die Umsetzung des ersten Moduls Tatort DNA (► Abschn. 6.6.3) einen Flipped Classroom (Akçayır & Akçayır, 2018; Finkenberg & Trefzger, 2019; Wagner et al., 2020), diese Methode ist auch bei weiteren Modulen für die Umsetzung nützlich, weil die Schüler*innen an das Selbststudium ausgewählter Materialien in der Vorbereitung auf die praktische Durchführung herangeführt werden. Die theoretische Vorbereitung auf die neuen praktischen Arbeitstechniken und Erkenntnismethoden (Mayer, 2007) ist deswegen wichtig, damit sich die Schüler*innen im Unterricht auf die Bedienung der neuen Geräte, die Auswertung der Daten und die daraus ableitbaren fachwissenschaftlichen Aussagen konzentrieren können.

Beispiel

Nach der PCR zeigt das Agarose-Gel in einer Probe eine Bande nah an den Probentaschen und eine weitere Probe eine Bande weiter weg von den Taschen (d. h. weiter unten auf dem Agarose-Gel). Welche Aussage lässt sich aus dieser Beobachtung ableiten (► Abb. 6.6)?

Bei den nächsten beiden Modulen Eat, Sleep, Repeat (► Abschn. 7.6.3) und Taste Impossible (► Abschn. 8.6.3) haben wir Methoden für die Kooperation und Kollaboration der Schüler*innen in Präsenz und digital vermittelt ausgewählt (Dillenbourg & Fischer, 2007; Vogel & Fischer, 2020; Weinberger et al., 2020). Auf diese Weise sind Sie als Lehrkraft flexibel, digitale Medien bei der Vorbereitung und Umsetzung einzubinden. Kooperatives Arbeiten mit digitalen Medien kann sowohl in Präsenz als auch über digitale Medien vermittelt geschehen. In einem Gruppenpuzzle (Frey-Eiling & Frey, 2011; Preska, 2015; Tepner et al., 2009) bearbeiten Schüler*innen beispielsweise einen Kontext, der in mehrere Unterthemen strukturiert wird, zunächst arbeitsteilig, um anschließend in einer weiteren Arbeitsphase ihre verschiedenen thematischen Expertisen (aufgabenbasiert) zusammenzuführen. Diese Kooperation ist durch das arbeitsteilige Vorgehen gekennzeichnet, dabei können digitale Medien z. B. zur Zusammenführung der Gruppenergebnisse genutzt werden. Kollaboration sieht dagegen vor, gemeinsame Lernziele zu erreichen und dabei ein Problem oder eine Fragestellung intensiv im gemeinsamen Austausch zu lösen, wobei eine gemeinsame Problemlösung entsteht und die Beiträge den Gruppenmitgliedern nicht mehr zuzuordnen sind (Vogel & Fischer, 2020; Weinberger et al., 2020). Über diese unterschiedlichen Kooperationsformen (mit oder ohne digitale Medien) können Sie die Arbeitsphasen im praktischen Unterricht strukturieren und unterstützen, da sich die Zusammenarbeit der Schüler*innen positiv auf das Lernergebnis auswirkt (Hmelo-Silver & Jeong, 2020; Jeong et al., 2019). Die digital vermittelte Zusammenarbeit lässt sich darüber hinaus synchron (z. B. in Videokonferenzen) oder asynchron (z. B. in Diskussionsforen oder Wiki-Beiträgen) durchführen (Weinberger et al., 2020).

Mit zunehmender Komplexität der fachlichen Konzepte der Genetik und Molekularbiologie sowie der Übung der Arbeitstechniken und wissenschaftlichen Erkenntnismethoden (Mayer, 2007) durch die Schüler*innen führen wir im Modul Food Wars /noch einmal den systematischen Aufbau von Fachwissen durch Vernetzung (Wadouh et al., 2009) und kumulatives Lernen (Harms & Bünder, 1999) aus (► Tab. 4.2). Das fünfte Modul ist in diesem Sinne dem kumulativen Aufbau von wissenschaftsmethodischen Kompetenzen am Beispiel des Experimentierens (Mayer, 2007) mithilfe der Unterrichtsmethode des Forschenden Lernens (Arnold et al., 2017; Mayer & Ziemek, 2006) gewidmet. Eine allgemeine Beschreibung dieser beiden Zugänge finden Sie auch in der Einleitung (► Kap. 1) sowie am konkreten Beispiel (► Abschn. 10.7.2) beschrieben.

5.3 Alles rund um den Thermozykler

Zur Bedienung des Thermozykler können Sie die App kostenlos herunterladen. Die Steuerung dieser Geräte ist über ein Notebook oder Smartphone möglich.

Vorteil

  • Die Bedienung mehrerer Thermozykler ist mit derselben App möglich.

  • Bei Verwendung eines Notebook kann jedes Gerät individuell gestartet werden.

  • Bei der Benutzung mehrere Thermozykler zur selben Zeit können pro Gerät. unterschiedliche Programme ausgewählt sein.

  • Der Verlauf der PCR kann in Ist-Zeit verfolgt werden.

Nachdem Download der miniPCR™ Software-App, können Sie verschiedene Protokolle auf dem Gerät vorprogrammieren. Im Online-Material finden Sie eine detaillierte Download-Beschreibung (sn.pub/rEt5bJ). Das Gerät ist multifunktional und kann zur Durchführung einer PCR, als Heizblock bei konstanter Temperatur oder mit linearem Temperaturanstieg genutzt werden. Bei der Programmierung können Sie dies unter der Funktion protocol type jeweils einstellen.

5.3.1 Bedienung des Thermozykler und Durchführung der PCR

Die grundlegenden Schritte der Programmierung sind nachfolgend am Beispiel PCR für den Versuch Tatort DNA gezeigt:

  1. 1.

    Öffnen Sie die miniPCR™ App.

  2. 2.

    Klicken Sie auf new protocol (links unten).

  3. 3.

    Wählen sie im Feld z. B. als protocol type PCR aus.

  4. 4.

    Geben Sie dem Protokoll einen Namen (z. B. Tatort DNA).

  5. 5.

    Geben Sie die für den Versuch spezifischen Parameter ein (◘ Tab. 5.1).

  6. 6.

    Klicken Sie auf save um das Protokoll zu speichern.

Tab. 5.1 Einstellungen des PCR-Programms am Beispiel Tatort DNA. Die mit * markierten Schritte geben einen PCR-Zyklus an. Die Gesamtanzahl der Zyklen ist unter number of cycles angegeben
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Andere Protokolle können auf gleiche Weise erstellt werden. Die Parametereingabe ist an die jeweilige PCR anzupassen.

Bei der Verwendung des Geräts als Heizblock ist die jeweilige Temperatur und Zeit einzustellen. Im Falle eines linearen Temperaturanstiegs ist die Anfangs- und Endtemperatur sowie die Gesamtlaufzeit festzulegen, letztere ergibt dann die Aufheizrate pro Minute.

Tipp

Alle angelegten Programme werden in einer Datenbank für die direkte Wiederverwendung gespeichert.

Alternativ bietet sich auch an, die Schüler*innen die Programmierung des Thermozykler selbst durchführen zu lassen. ◘ Tab. 5.2 fasst die häufigsten Probleme und mögliche Fehlerquellen der PCR-Probenvorbereitung und Durchführung zusammen.

Tab. 5.2 Lösungsvorschläge zu häufig beobachteten Problemen und möglichen Fehlerquellen bei der Probenvorbereitung und Durchführung der PCR
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5.3.2 Vorbereitung der DNA-Extraktion

Bei der Durchführung der praktischen Versuche Eat, Sleep, Repeat (► Abschn. 7.2.1) Taste Impossible (► Abschn. 8.2.1), und Food Wars Episode /(► Abschn. 9.2.1) stellt die DNA-Extraktion einen kritischen Schritt dar, der maßgeblich die Qualität der Ergebnisse beeinflusst. Die chemische Lyse der Zellen wird dabei durch einen thermischen Inkubationsschritt beschleunigt. Letzterer wird im heat block des Thermozyklers durchgeführt. Schon bei der Probenvorbereitung können einige Problemquellen vermieden werden, diese sind in ◘ Tab. 5.3 zusammengefasst.

Tab. 5.3 Lösungsvorschläge zu häufig beobachteten Problemen und möglichen Fehlerquellen bei der Probenvorbereitung und Durchführung der DNA-Extraktion
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Für die Extraktion stehen Ihnen zwei Möglichkeiten zur Verfügung. Einerseits die Extraktion über eine Mundspülung mit einer 0,9 %-igen Natriumchlorid-Lösung (NaCl) und zweitens die mechanische Extraktion mit einem Zahnstocher. Diese Anleitungen unterscheiden sich fundamental und dürfen daher nicht vermischt werden.

Da genomische DNA empfindlich auf Temperatureinflüsse reagiert, muss mit DNA-Proben sowohl auf Eis als auch zügig gearbeitet werden.

5.3.3 Wichtiges zum Restriktionsverdau

Der Restriktionsverdau bildet häufig den letzten Schritt vor der Agarose-Gelelektrophorese und ist damit ebenfalls ein kritischer Schritt. Er beeinflusst maßgeblich die Ergebnisqualität der Versuche Taste Impossible (► Abschn. 8.2.3) und Food Wars Episode /(► Abschn. 9.2.3). Der Restriktionsverdau erfolgt ebenfalls im heat block des Thermozykler. Bei der Arbeit mit Enzymen können einige Problemquellen vermieden werden. Diese sind in ◘ Tab. 5.4 zusammengefasst.

Tab. 5.4 Lösungsvorschläge zu häufig beobachteten Problemen und möglichen Fehlerquellen bei der Arbeit mit Restriktionsenzymen
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Da Enzyme äußerst empfindlich auf Temperatureinflüsse reagieren, müssen alle Schritte auf Eis erfolgen. Tauen Sie das Restriktionsenzym erst kurz vor der Verwendung auf Eis auf.

Schalten Sie den Thermozykler zwischen verschiedenen Einstellungen aus, da dieser sonst automatisch das vorangegangene Protokoll startet. Im Fall des Restriktionsverdaus im Anschluss an eine PCR kann das fatal sein. Denn die Denaturierungstemperatur der PCR zerstört das Restriktionsenzym.

5.4 Alles rund um die Agarose-Gelelektrophorese

5.4.1 Vorbereitung der Agarose-Gele

Tipp

Um die Wartezeiten optimal auszunutzen, bietet sich an, die Agarose-Gele während der PCR zu gießen.

Tragen Sie während der Agarose-Gel-Herstellung Handschuhe.

Der grundsätzliche Ablauf zur Herstellung von Agarose-Gelen ist aus ◘ Abb. 5.1 zu entnehmen. Schauen Sie sich das Video zur praktischen Herstellung eines Agarose-Gels im Labor an (◘ Abb. 5.1).

Abb. 5.1
figure 1

Herstellung von Agarose-Gelen für die Gelelektrophorese. Je nach Versuch werden unterschiedlich %-ige Agarose-Gele verwendet. Die einzuwiegende Menge an Agarose lässt sich dabei aus dem jeweiligen prozentualen Anteil des Gels berechnen. Pro Gel werden 30 mL 1x TBE-Puffer verwendet. Diese werden nach dem Abkühlen auf Handwärme mit 3 μL gel staining dye versetzt (► https://doi.org/10.1007/000-6fv)

Bereiten Sie eine saubere und trockene Gel-Gießapparatur vor und legen Sie einen Probenkamm bereit (◘ Abb. 5.3). Die entsprechende Menge an Agarose (0,48 g–0,90 g) wird mit 30 mL 1x TBE-Puffer versetzt.

Tipp

Setzen Sie für mögliche Wiederholungen ein größeres Volumen an 1x TBE-Puffer an.

Die Mischung wird zum Lösen der Agarose kurz in der Mikrowelle aufgekocht. Eine klare Lösung zeigt ein vollständiges Lösen der Agarose an. Um einen Siedeverzug zu vermeiden, kann der Vorgang in der Mikrowelle unterbrochen und der Erlenmeyerkolben mehrmals geschwenkt werden. Kühlen Sie die homogene Mischung unter fließendem Wasser bis zur Handwärme ab. Geben Sie dann 3 μL gel staining dye hinzu und schwenken Sie das Gefäß, bis keine Schlieren vom Farbstoff mehr zu sehen sind.

Wichtig

gel staining dye erst nach dem Abkühlen hinzugeben.

Pro 10,0 mL Agarose-Lösung wird 1,00 μL gel staining dye benötigt.

Die Lösung wird dann in die Gel-Gießapparatur überführt. Stecken Sie den Probenkamm in die vorgesehene Halterung.

Tipp

Kleine Luftblasen im Gel können mit einer Pipettenspitze entfernt werden.

Nach 15–20 min ist das Gel auspolymerisiert. Entfernen Sie den Probenkamm vorsichtig. Die Agarose-Gele können direkt für die Elektrophorese verwendet werden.

Tipp

Agarose-Gele können bis zu einem Tag im Kühlschrank gelagert werden. Wickeln Sie diese dafür erst in Frischhaltefolie und dann in Alufolie ein. Damit schützen Sie die Gele vor dem Austrocknen und den enthaltenen Farbstoff vor Schädigung durch Lichtstrahlung. Sie haben als Lehrkraft daher auch die Möglichkeit, die Agarose-Gele für Ihre Schüler*innen im Vorfeld der Versuchsdurchführung vorzubereiten.

Die spezifischen Herstellungsangaben der Agarose-Gele und des TBE-Puffers sind in den entsprechenden Checklisten der Versuchskapitel zu finden, u. a. ► Abschn. 6.4. ◘ Tab. 5.5 fasst die häufigsten Probleme und mögliche Fehlerquellen der Agarose-Gel-Herstellung zusammen.

Tab. 5.5 Lösungsvorschläge zu häufig beobachteten Problemen und möglichen Fehlerquellen der Agarose-Gel-Herstellung
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5.4.2 Empfehlungen für die Durchführung der Agarose-Gelelektrophorese

Ausführliche Erklärungen zum Konzept der Agarose-Gelelektrophorese sind in ► Abschn. 3.2 zu finden. In ◘ Tab. 5.6 finden Sie wichtige Hinweise zur praktischen Durchführung der Agarose-Gelelektrophorese, mit denen Sie typische Problemquellen vermeiden können.

Tab. 5.6 Lösungsvorschläge zu häufig beobachteten Problemen und möglichen Fehlerquellen der Agarose-Gelelektrophorese
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5.5 Korrekte Bedienung einer Zentrifuge

Hinweise zur sachgemäßen Handhabung der Zentrifugen sind nachfolgend aufgeführt (◘ Abb. 5.2):

Abb. 5.2
figure 2

Korrekte Bedienung der Minizentrifuge. Eine Zentrifuge muss immer austariert sein, sodass die Gewichte auf der Kreisbahn gleichmäßig verteilt sind. Bei diesem Rotorkopf der Minizentrifuge kommt noch eine Besonderheit hinzu: Proben, die am Rand platziert werden, tendieren dazu herauszufliegen. a Proben nicht austariert. b Proben austariert, allerdings Befüllung der Zentrifuge von außen nach innen, sodass bei Reaktionsgefäßen außen die Gefahr besteht, dass die Deckel beim Zentrifugieren kaputtgehen und die Proben herausfliegen, c Richtig austariert; Befüllung der Zentrifuge von innen nach außen erfolgt

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Abb. 5.3
figure 3

Beispielübersicht der für die Versuche benötigten Reagenzien und Materialien. a 1: Minizentrifuge, 2: Zentrifugenzubehör (Rotor für größere Reaktionsgefäße, Einsätze für Reaktionsgefäße mit kleineren Volumina, Werkzeug), 3: Pipettenspitzen (3 μL, 100 μL), 4: Pipette (3 μL, 200 μL), 5: Styroporbox mit Eis, Rack mit Reagenzien und frischen Reaktionsgefäßen (PCR Cups, ERG), 6: Zahnstocher für DNA-Extraktion (Alternative in Abschn. 5.3.2). b 1: Waage (Genauigkeit d = 0,01, zwei Nachkommastellen), 2: Spatel, 3: Reagenzien für Agarose-Gel (TBE-Puffer, Agarose, gel staining dye), 4: Gel-Gieß-Apparatur, 5: Messzylinder, 6: Weithals-Erlenmeyerkolben, 7: PCR-Zykler (mit Stromanschluss und Computer-Anschluss), 8: Styroporbox mit Eis, Rack mit PCR-Proben und DNA-Längenstandard, 9: Gelelektrophoresekammer mit integriertem Blaulicht für die Visualisierung und Abdeckhaube

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Abb. 5.4
figure 4

Grundsätzlicher Aufbau einer Kolbenhubpipette. Die Volumenanzeige kann je nach Herstellertyp leicht variieren. Exemplarisch ist die Einstellung für 30 μL gezeigt

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Abb. 5.5
figure 5

Überprüfen der Pipettiergenauigkeit. Pro Reagenz werden jeweils drei ERG verwendet. In jedes Reaktionsgefäß wird das gleiche Volumen der jeweiligen Substanz pipettiert. Es wird H2O (R1 = 60,0 μL, R2 = 2,4 μL) und Glyzerin (10,0 μL) für diesen Versuch verwendet. Durch Ermittlung des Mittelwerts kann abschließend die prozentuale Abweichung bestimmt werden

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Wichtig

  • Achten Sie vor der Zentrifugation darauf, dass die Mikrozentrifuge ausbalanciert ist.

  • Beim Zentrifugieren nur eines Reaktionsgefäßes muss ein Gegengewicht verwendet werden.

  • Achten Sie darauf, dass die Reaktionsgefäße richtig verschlossen sind.

  • Die Deckelöffnungen der Reaktionsgefäße zeigen nach innen.

  • Öffnen Sie die Zentrifuge erst, nachdem diese vollständig zum Stehen gekommen ist.

  • Für den PCR-Gefäß-Rotor gilt: Befüllen Sie die Zentrifuge von innen nach außen.

◘ Tab. 5.7 fasst die häufigsten Probleme und mögliche Fehlerquellen beim Zentrifugieren zusammen.

Tab. 5.7 Lösungsvorschläge zu häufig beobachteten Problemen und möglichen Fehlerquellen beim Zentrifugieren
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5.6 Planung und Vorbereitung des Klassenraums

Für alle in den ► Kap. 6, 7, 8, und 9 beschriebenen Versuche sind im Vorfeld kleine Vorbereitungen durch Sie als Lehrkraft erforderlich.

Wichtig

  • Pro Gruppe oder Reihe ein Müllgefäß.

  • Pro Gruppe ein Folienstift.

  • Pro Gruppe ein kleines Gefäß zum Lagern der Reagenzien auf Eis.

  • Pro Gruppe zwei Plastikbecher (nur für ► Kap. 7, 8, und 9 erforderlich).

  • Kleine Weithals-Erlenmeyerkolben (min. 50 mL) und Spatel für die Gelherstellung.

  • Gefäß zur Herstellung der 1x TBE-Pufferlösung (Gesamtvolumen 1 L).

  • Messzylinder: min. 50 mL zur Gel-Herstellung, min. 1 L zur Herstellung des 1x TBE-Puffers.

  • Mindestens eine Waage (Genauigkeit d = 0,01).

  • Eine Mikrowelle, alternativ kann auch ein Magnet-Heizrührer inkl. Rührfisch verwendet werden.

  • Eis zum Kühlen der Reagenzien und Proben.

Angaben zu versuchsspezifischen Materialien, die von Ihnen vorbereitet werden müssen, sind in den entsprechenden Kapiteln zu finden. Entfernen Sie vor Unterrichtsbeginn alle nicht zum Versuch gehörenden Materialien von den Schulbänken. Bereiten Sie alle nötigen Materialien vor und bauen Sie die für den Versuch benötigten Geräte auf (◘ Abb. 5.3).

Tipp

Sowohl für die Durchführung der PCR als auch der Agarose-Gelelektrophorese empfiehlt es sich, Stationen im Klassenzimmer oder Übungsraum aufzubauen.

Wichtig

Es empfiehlt sich während der gesamten Versuche Handschuhe zu tragen. Weisen Sie Ihre Schüler*innen auf die allgemeinen Verhaltensregeln in einem Labor hin.

Wichtig

Denken Sie daran, alle nötigen Reagenzien während der Vorbereitung auf Eis aufzutauen und vor der Verwendung kurz zu zentrifugieren. Pro Gruppe wird jeweils eine bestimmte Anzahl an Reagenzien benötigt. Bereiten Sie diese entsprechend der jeweiligen Versuche vor. Sie finden die Angaben dazu in unseren Online-Zusatzmaterialien (sn.pub/rEt5bJ).

5.7 Umgang mit einer Kolbenhubpipette

Im Vorfeld der Versuchsdurchführung empfehlen wir, Ihre Schüler*innen zunächst mit dem grundlegenden Umgang mit einer Pipette, dem täglichen Arbeitswerkzeug eines Biochemikers, vertraut zu machen. Bei Pipetten handelt es sich um volumetrische Geräte, welche zur genauen und sicheren Überführung und Messung von Flüssigkeiten dienen (◘ Abb. 5.4). Je nach Modell können Volumina von 1–1000 μL pipettiert werden. Das höchstmögliche Volumen ist oben am Pipettenschaft angegeben. Zehn Prozent des angegebenen Maximalvolumens ergeben dabei das minimal mögliche Pipettiervolumen des jeweiligen Pipettentyps. Innerhalb des entsprechenden Arbeitsbereichs kann das gewünschte Volumen durch Drehen der geriffelten Schraube am Pipettengriff eingestellt und an der Anzeige abgelesen werden. Die Pipetten werden mit Einwegspitzen aus Polypropylen benutzt, die durch den eingebauten Spitzenabwerfer entfernt werden. Durch Anklicken der ◘ Abb. 5.4 startet das Video.

Wichtig

Es darf niemals über die Minimal- oder Maximaleinstellung gedreht werden!

5.7.1 Vorgehensweise beim Pipettieren

Im ersten Versuch soll das Pipettieren mit Wasser geübt werden. Alternativ können auch andere Flüssigkeiten mit unterschiedlicher Viskosität, wie z. B. Glyzerin, getestet werden. Nachfolgend werden die wesentlichen Schritte des proteinchemisch exakten Pipettierens beschrieben. Beim Pipettieren unter sterilen Bedingungen müssen bei der Handhabung weitere Schritte berücksichtigt werden. Diese werden hier allerdings nicht aufgeführt.

  1. 1.

    Anbringen der Pipettenspitze:

    • Passende Pipettenspitze auf den Pipettenschaft stecken. Die Pipettenspitze nicht mit den Fingern berühren.

    • Um zu gewährleisten, dass die Spitze dicht abschließt, wird diese unter leichtem Drehen der Pipette angedrückt.

  2. 2.

    Ansaugen von Flüssigkeiten:

    • Druckknopf bis zum ersten Druckpunkt eindrücken.

    • Pipette senkrecht halten und 2–3 mm in die Flüssigkeit eintauchen.

    • Den Druckknopf langsam loslassen, um die Probenflüssigkeit einzusaugen. Eine Sekunde warten, dann die Spitze aus der Flüssigkeit nehmen.

    • Die an der Spitzenoberfläche befindliche Probenflüssigkeit kann durch ein Tuch entfernt werden. Dabei ist wichtig, die Spitzenöffnung nicht zu berühren.

  3. 3.

    Entleeren von Flüssigkeiten:

    • Das Ende der Spitzen in einem Winkel von 10–40 Grad gegen die Innenwand des Gefäßes halten. Dabei ist wichtig, die Spitze nicht zu fest gegen die Wand zu drücken, da sie sich sonst von der Pipette löst.

    • Den Druckknopf bis zum ersten Druckpunkt herunterdrücken, eine Sekunde warten und bis zum zweiten Druckpunkt herunterdrücken.

    • Die Pipette mit ganz gedrücktem Druckknopf aus dem Gefäß entfernen, indem die Spitze an der Gefäßinnenwand entlanggeführt wird.

    • Den Druckknopf langsam loslassen.

    • Die Spitze durch Drücken des Spitzenabwerfers entfernen.

Wichtig

  • Behutsam mit der Pipette umgehen.

  • Druckknopf langsam loslassen und nicht schnalzen lassen.

  • Drehschraube niemals über Maximal- und Minimaleinstellung drehen.

  • Vorderes Ende der Pipettenspitzen muss immer tiefer liegen als die Ansaugöffnung der Pipette.

  • Pipette niemals mit gefüllter Spitze hinlegen.

  • Es darf niemals Flüssigkeit in den Pipetten Schaft eintreten.

Um Kontaminationen der Reagenzien und der Proben zu vermeiden, wird jeweils eine neue Pipettenspitze verwendet. Pipettieren Sie sorgfältig, da dies erheblichen Einfluss auf den Erfolg des Versuchsergebnisses hat.

5.7.2 Überprüfung der Pipettiergenauigkeit

Der nächste Vorversuch bietet die Möglichkeit, dass die Schüler*innen ihre Pipettiergenauigkeit überprüfen. Die grundlegenden Durchführungsschritte sind nachfolgend und in ◘ Abb. 5.5 beschrieben.

Pipettieren Sie mit der 2,0–20,0 μL-Pipette definierte Volumina an Wasser, bis Sie sich im Umgang mit der Pipette sicher fühlen (Vorversuch). Beispielsweise können 2,4 μL, 10,0 μL und 60,0 μL derselben Flüssigkeit pipettiert werden.

  1. 1.

    Wiegen Sie je drei Eppendorf-Reaktionsgefäße (ERG, 0,2 mL). Notieren Sie sich unbedingt das Leergewicht.

  2. 2.

    Pipettieren Sie in jedes Reaktionsgefäß das gleiche Volumen an Wasser (60,0 μL).

  3. 3.

    Entfernen Sie überschüssige Wassertropfen auf der Außenseite der Pipettenspitze mit einem Reinigungstuch. Achten Sie dabei darauf, die Öffnung der Pipettenspitze nicht zu berühren.

  4. 4.

    Wiegen Sie die Reaktionsgefäße erneut und ermitteln Sie den Mittelwert aus den drei Messungen.

  5. 5.

    Ermitteln Sie die prozentuale Abweichung Ihrer Pipettierreihe.

  6. 6.

    Wiederholen Sie die Messung mit Wasser (2,4 μL) und Glyzerin (10,0 μL).

Anmerkung: Der Fehler einer Pipette beträgt normalerweise deutlich weniger als 1 %.

Tipp

Beim Pipettieren von viskosen Flüssigkeiten kann ein kleiner Teil der vorderen Pipettenspitze abgeschnitten werden. Grundsätzlich ist darauf zu achten, dass keine Luftblasen in der mit Flüssigkeit gefüllten Pipettenspitze zu erkennen sind, da sich dadurch eine erhebliche Abweichung zum Sollvolumen ergibt. Arbeiten Sie äußerst sorgfältig und seien Sie geduldig, da das Pipettieren von viskosen Flüssigkeiten deutlich mehr Zeit in Anspruch nimmt.

5. Zusammenfassung

In diesem Kapitel finden Sie allgemeine Hinweise, die bei der Umsetzung molekularbiologischer Methoden an der Schule zu beachten sind. Dabei wird das praktische Handling aller Geräte allgemein und explizit erklärt. Da alle Versuche bereits in der Praxis erprobt sind, geht dieses Kapitel ebenfalls auf gängige Hürden bei der praktischen Durchführung ein.