Die Mikromorphologie der Hornhaut und ihre Bedeutung für das Verständnis von laserchirurgischen Schädigungszonen

  • S. Somodi
  • C. Hahnel
  • J. Stave
  • K. Luthardt
  • D. G. Weiss
  • R. Guthoff
Conference paper

Zusammenfassung

Durch neue konfokale Mikroskopiertechniken, Vitalfärbung und computergestützte 3D-Rekonstruktion konnte der Aufbau der Hornhaut, insbesondere im Hinblick auf die Morphologie der Keratozyten, weiter differenziert werden. Auf dieser Grundlage sollen morphologische Veränderungen als Folge der Excimerlaserbehandlung erfaßt werden.

Mittels konfokaler In-vivo-Mikroskopie (Microphthal) wurde die mittlere Keratozytenzahl/Volumen bestimmt. Für die Analyse der Zellmorphologie (Form und Größe einzelner Keratozyten) und -Vitalität wurde die Hornhaut vital gefärbt (Live/Dead-Kit) und mit einem konfokalen Laserscanning-Fluoreszenzmikroskop (Diaphot300/OdysseyXL) untersucht. Das Volumenverhältnis Keratozyten/extrazelluläre Matrix konnte nach 3D-Rekonstruktion des untersuchten Volumens (Programm VoxelView) bestimmt werden. Als erste Versuche erfolgten an Schweinehornhäuten experimentelle PTK unterschiedlicher Ablationstiefen mit dem Technolas 217.

Die In-vivo-Untersuchung menschlicher Hornhäute ergab eine mittlere Keratozytendichte im Zentrum der Kornea von 15 730 Zellen/mm3. Anhand der unterschiedlichen Zellform und -große konnten den 3 Stromaschichten 3 unterschiedliche Keratozytensubpopulationen zugeordnet werden. Direkt im Anschluß an die PTK ist keine Änderung der Zellmorphologie zu erkennen. Sichtbar wird eine stärkere Schädigung des Gewebes am Rande der Ablationszone im Vergleich zum übrigen Bereich der Ablation. Neuere Ergebnisse sprechen dafür, daß bei spotförmiger Ablation weniger die Schußzahl als vielmehr die Schußfrequenz für die Tiefe der Schädigungszone ausschlaggebend ist.

Summary

Using new techniques in confocal microscopy, vital staining, and computeraided three-dimensional reconstruction, the corneal structure, especially the keratocyte morphology, could be further differentiated. On this basis, morphological changes following excimerlaser treatment should be investigated.

By means of confocal in-vivo microscopy (Microphthal), mean number of keratocytes per volume was determined. Cell morphology (shape and size) of Single keratocytes and cell vitality were analyzed after vital staining (Live/Dead-kit) and using a confocal laser scanning fluorescence microscope (Diaphot 300/OdysseyXL). The ratio of cell volume and total scanned volume could be determined after three-dimensional reconstruction (software VoxelView). First investigations were made on porcine corneas which were treated with experimental PRKs of different ablation depth using the Technolas 217.

The in-vivo examination of the human cornea showed a mean keratocyte density of 15 730 cells/mm3 in the central cornea. In the stromal layers, three keratocyte subpopulations were differentiated by cell morphology and size. Immediately after PTK, no change in cell morphology is detectable. Tissue damage is more pronounced at the edge of the ablation zone in comparison with the remaining area. New results demonstrate a frequency dependency of depth of the tissue damage.

Preview

Unable to display preview. Download preview PDF.

Unable to display preview. Download preview PDF.

Literatur

  1. 1.
    Beuerman RW, Laird JA, Kaufman SC, Kaufman HE (1994) Quantification of real-time confocal images of the human cornea. J Neurosci Methods 54:197–203PubMedCrossRefGoogle Scholar
  2. 2.
    Böhnke M, Thaer AA (1994) Untersuchung der Kornea mit einem neuen konfokalen Mikroskop. In: Lund OE, Waubke TN (Hrsg) Bildgebende Verfahren in der Augenheilkunde. Methoden und Indikationen. Enke, Stuttgart, S 47–53Google Scholar
  3. 3.
    Campos M, Raman S, Lee M, McDonnell PJ (1994) Keratocyte loss after different methods of de-epithelialization. Ophthalmology 101: 890–894PubMedGoogle Scholar
  4. 4.
    Cavanagh HD, Jester JV, Essepian J, Shields W, Lemp MA (1990) Confocal microscopy of the living eye. CLAO 16: 65–73Google Scholar
  5. 5.
    Cavanagh HD, Petroll WM, Alizadeh H, He YG, McCulley JP, Jester JV (1993) Clinical and diagnostic use of in vivo confocal microscopy in patients with corneal disease. Ophthalmology 100:1444–1454PubMedGoogle Scholar
  6. 6.
    Chew SJ, Beuerman RW, Kaufman HE, McDonald MB (1995) In vivo confocal microscopy of corneal wound healing after excimer laser photorefractive keratectomy. CLAO J 21: 273–280PubMedGoogle Scholar
  7. 7.
    Fantes FE, Hanna KD, Waring GO, Pouliquen Y, Thompson KP, Savoldelli M (1990) Wound healing after excimer laser keratomileusis (photorefractive keratectomy) in monkeys. Arch Ophthalmol 108: 665–675PubMedGoogle Scholar
  8. 8.
    Hahnel C, Somodi S, Slowik C, Weiss DG, Guthoff RF (1997) Fluorescence microscopy and three-dimensional imaging of the porcine corneal keratocyte network. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol 235: 773–779PubMedCrossRefGoogle Scholar
  9. 9.
    Hahnel C, Somodi S, Luthardt K, Weiss DG, Guthoff RF (1998) Morphology of the ablation area after experimental phototherapeutic keratectomy (PTK). Invest Ophthalmol Vis Sei 39: 355Google Scholar
  10. 10.
    Hanna KD, Pouliquen Y, Waring GO III, Savoldelli M, Cotter J, Morton K, Menasche M (1989) Corneal stromal wound healing in rabbits after 193-nm excimer laser surface ablation. Arch Ophthalmol 107: 895–901PubMedGoogle Scholar
  11. 11.
    Jester JV, Petroll WM, Garana RMR, Lemp MA, Cavanagh HD (1992) Comparison of in vivo and ex vivo cellular structure in rabbit eyes detected by tandem scanning microscopy. J Microsc 165:169–181PubMedCrossRefGoogle Scholar
  12. 12.
    Koester CJ, Auran JD, Rosskothen HD, Florakis GJ (1993) Clinical microscopy of the cornea utilizing optical sectioning and a high-numerical-aperture objective. J Opt Soc Am A 10:1670–1679PubMedCrossRefGoogle Scholar
  13. 13.
    Masters BR (1993) Specimen preparation and Chamber for confocal microscopy of the ex vivo eye. Scann Microsc 7: 645–651Google Scholar
  14. 14.
    Masters BR, Thaer AA (1994) Real time scanning slit confocal microscopy of the in vivo human cornea. Appl Opt 33: 696–701CrossRefGoogle Scholar
  15. 15.
    Moller-Pedersen T, Li HF, Petroll WM, Cavanagh HD, Jester JV (1998) Confocal microscopic characterization of wound repair after photorefractive keratectomy. Invest Ophthalmol Vis Sei 39: 487–501Google Scholar
  16. 16.
    Petroll WM, Boettcher K, Barry P, Cavanagh HD, Jester JV (1995) Quantitative assessment of anteroposterior keratocyte density in the normal rabbit cornea. Cornea 14:3–9PubMedCrossRefGoogle Scholar
  17. 17.
    Poole CA, Brookes NH, Clover GM (1993) Keratocyte networks visualised in the living cornea using vital dyes. J Cell Sei 106: 685–692Google Scholar
  18. 18.
    Seiler T, Holschbach A, Derse M, Jean B, Genth U (1994) Complications of myopic photorefractive keratectomy with the excimer laser. Ophthalmology 101:153–160PubMedGoogle Scholar
  19. 19.
    Somodi S, Guthoff R (1995) Darstellung der Keratozyten in der humanen Kornea mittels Fluoreszenzmikroskopie. Ophthalmologe 92: 452–457PubMedGoogle Scholar
  20. 20.
    Stave J, Slowik C, Somodi S, Hahnel C, Grümmer G, Guthoff R (1998) Keratozytendichte der In-vivo-Kornea. Automatische Messung mit einem modifizierten konfokalen Mikroskop Microphthal. Klin Monatsbl Augenheilkd 213: 38–44PubMedCrossRefGoogle Scholar
  21. 21.
    Talley AR, Hardten DR, Sher NA et al. (1994) Results one year after using the 193-nm excimer laser for photorefractive keratectomy in mild to moderate myopia. Am J Ophthalmol 118: 304–311PubMedGoogle Scholar
  22. 22.
    Tengroth B, Epstein D, Fagerholm P, Hamberg Nystrom H, Fitzsimmons TD (1993) Excimer laser photorefractive keratectomy for myopia: clinical results in sighted eyes. Ophthalmology 100: 739–745PubMedGoogle Scholar
  23. 23.
    Wiegand W, Thaer AA, Kroll P, Geyer OC, Garcia AJ (1995) Optical sectioning of the cornea with a new confocal in vivo slit-scanning videomicroscope. Ophthalmology 102: 568–575PubMedGoogle Scholar

Copyright information

© Springer-Verlag Berlin Heidelberg 1999

Authors and Affiliations

  • S. Somodi
  • C. Hahnel
  • J. Stave
  • K. Luthardt
  • D. G. Weiss
  • R. Guthoff

There are no affiliations available

Personalised recommendations