Advertisement

Infektiologie

  • M. Kochanek
  • B. Böll
  • A. S. Vornhagen
  • G. Michels
  • O. Cornely
  • G. Fätkenheuer
  • U. Aurbach
  • H. Seifert
  • C. Gutschow
  • D. Waldschmidt
  • J. Rybniker
  • E. Skouras
  • M. J. G. T. Vehreschild
  • J. J. Vehreschild
  • M. Kaase
  • S. Scheithauer
Chapter
  • 6.8k Downloads

Zusammenfassung

Das Kapitel Infektiologie stellt die neue Sepsis-3-Definition, Management und die letzten Sepsisleitlinien von 2012 vor und beleuchtet auch die neuen Entwicklungen seitdem. Darüber hinaus werden Therapievorschläge für die wichtigsten infektiösen Erkrankungen (intraabdominelle Infektionen, akute Pankreatitis, Harnwegsinfekt mit Urosepsis, Pneumonie etc.) auf der Intensivstation gegeben und auch auf spezielle Erkrankungen wie komplizierte Malaria, opportunistische Infektionserkrankungen bei immunsupprimierten Patienten (u. a. HIV) eingegangen. Besonderer Wert wurde auf die mikrobiologische Erregerdiagnostik gelegt (Behälter, Transportmedien, Lagerung der Proben wie auch die richtige Probengewinnung). Zuletzt wird neben den Pilzinfektionen und deren Behandlung jedes der gängigsten Antibiotika und Antimykotika steckbriefartig zusammengefasst.

16.1 Sepsis

  • M. Kochanek
  • B. Böll
  • A. S. Vornhagen
  • G. Michels

16.1.1 Definition

  • Die Definition der Sepsis hat sich mit der Konsensus-Definition Sepsis und septischer Schock (Sepsis-3) von 2016 deutlich vereinfacht (Singer et al. 2016; Abb. 16.1). Voraussetzung für die Definition der Sepsis ist das Vorliegen einer dokumentierten oder suspekten Infektion. Die früher aufgeführten SIRS-Kriterien („systemic inflammatory response syndrome“) und ebenso die Klassifikation der schweren Sepsis sind nicht mehr gebräuchlich. Im Vordergrund stehen auf dem Boden der dokumentierten oder suspekten Infektion die Organdysfunktionen und deren Auswirkungen. Mit den neuen Sepsisdefinitionen stehen einheitlich Definitionskriterien zur Verfügung.

  • Pathophysiologisch werden biologische Kaskadensysteme und spezielle Zellsysteme aktiviert und die Bildung und Freisetzung humoraler und zellulärer Mediatoren ausgelöst.

  • Zurzeit steht kein sicherer Parameter zur Verfügung, der allein zur Diagnose der Sepsis führen kann .

  • Sepsis und septischer Schock definieren ein Krankheitskontinuum, das über eine Kombination aus Vitalparametern, Laborwerten, hämodynamischen Daten und Organdysfunktion definiert werden.

Abb. 16.1

Klinische Kriterien zur Identifikation von Patienten mit Sepsis und septischem Schock. (Adaptiert nach Singer et al. 2016)

16.1.2 Epidemiologie

  • Die adjustierte Krankenhausrate liegt in Deutschland (2013) bei 335 Sepsisfällen pro 100.000 Einwohner.

  • Der Anteil von Patienten mit schwerer Sepsis liegt bei 41 %.

  • Die Sterblichkeitsrate der Sepsis liegt bei 24,3 %.

  • Die Fallzahlraten sind in den extremen Altersgruppen am höchsten, und die Krankenhausletalität nimmt ab dem 40. Lebensjahr nahezu linear zu (Fleischmann et al. 2016).

16.1.3 Ätiologie

Infektiöse Ursache („klassische Sepsis“)

  • Überwiegend gram(–)-Erreger: Escherichia coli, Klebsiella spp., Pseudomonas aeruginosa, Proteus mirabilis

  • Gram(+)-Erreger: Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Streptococcus spp., Enterokokken

  • Der Fokus für eine Sepsis ist nicht immer sofort identifizierbar. Von der Häufigkeit der Sepsisherde kann man folgende Reihenfolge aufstellen: Respirationstrakt > intraabdomineller Fokus > Harnwegsinfekt/Urogenitalinfekt > Fremdkörper (ZVK, Shaldon-, Demers-Katheter etc.) > Endokarditis > Meningitis > andere Herde (gynäkologischer Bereich etc.)

  • Pneumonie → häufigste Ursache für eine Sepsis auf internistischen Intensivstationen

16.1.4 Management

Die in den letzten Leitlinien 2012 genannten Therapieoptionen werden mittlerweile kontrovers diskutiert. Hier steht im Fokus die „early goal directed therapy“ (EGDT) nach Rivers et al. (2001; Empfehlungsgrad 1c; Abb. 16.2). Es hat in der Zwischenzeit 3 große hochrangig randomisierte Studien (Yealy et al. 2014; Mouncey et al. 2015; Peake et al. 2014) gegeben, die keinen Unterschied in der EGDT und einem konventionellen Vorgehen, welches nicht ZVD- und Hkt-gesteuert ist, gezeigt. In den nächsten Leitlinien wird EGDT sicherlich eine andere Empfehlung bekommen, allerdings stehen noch keine anderen randomisierten Studien zur Verfügung, die ein anderes Vorgehen bei der initialen Kreislaufsicherung vorschlagen.
Abb. 16.2

Sepsis-Management-Leitlinien 2012

16.1.5 Antibiotische Therapie

Es handelt sich hier um eine empirische Initialtherapie, welche nach 48–72 h überprüft und unter Berücksichtigung der mikrobiologischen Ergebnisse angepasst werden muss (Tab. 16.1) Das gilt auch für negative Ergebnisse (z. B. wenn kein MRSA nachgewiesen wurde, sollte die Maximaltherapie mit Vancomycin beendet werden).
Tab. 16.1

Empirische Antibiotikatherapie bei Sepsis (jeweils Vorschläge aus der jeweiligen Substanzgruppe)

Risikofaktoren

Diagnostik

Erreger

Therapie

Allergie/Unverträglichkeit

Kein Anhalt für einen Fokus

Blutkulturen , Urinkultur, Röntgen-Thorax, (ggf. CCT, CT-Thorax und Abdomen)

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g i.v.

Meropenem 3 × 1 g i.v.

Atemwegsinfektion, ambulant erworben

Blutkulturen, Sputum, Trachealsekret

Röntgen-Thorax, ggf. CT-Thorax

S. pneumoniae, H. influenzae, „atypische“ Erreger (Mycoplasma pneumoniae, Chlamydia pneumoniae, Legionella spp., respiratorische Viren), Selten: S. aureus, P. aeruginosa, Enterobakterien (Klebsiella spp., E. coli)

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g i.v. + Erythromycin 3 × 1 g i.v.

oder

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g i.v. + Clarithromycin 2 × 500 mg i.v.

Meropenem 3 × 1 g i.v.

plus

Moxifloxacin 1 × 400 mg i.v.

Pneumonie unter Beatmung (ventilatorassoziierte Pneumonie)

Blutkulturen , Trachealsekret, Röntgen-Thorax, ggf. CT-Thorax

S. aureus, P. aeruginosa,

Enterobakterien,

resistente Bakterien, z. B. Enterobacter spp., Acinetobacter baumannii, Stenotrophomonas maltophilia, Serratia

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g i.v.

plus

Ciprofloxacin 3 × 400 mg i.v.

Imipenem oder Meropenem 3 × 1 g i.v.

plus

Moxifloxacin 1 × 400 mg i.v.

Abdominelle Infektion

Blutkulturen, Sonographie, CT-Abdomen

E. coli, andere Enterobakterien, Enterokokken, Streptokokken, P. aeruginosa (selten), Bacteroides, Clostridien

Imipenem, Meropenem 3 × 1 g i.v.

Chirurgische Therapie dringend evaluieren

Ciprofloxacin 3 × 400 mg i.v.

plus

Metronidazol 3 × 500 mg i.v.

plus

Vancomycin 2 × 1 g i.v.

oder

Tigecyclin i.v.: Initialdosis 1 × 100 mg, dann 2 × 50 mg (Cave: Tigecylin keine Wirksamkeit gegen P. aeruginosa)

Harnwegsinfektion

Blutkulturen, Urinkultur (vor Antibiotikagabe), Sonographie

E. coli, Klebsiella spp., weitere Enterobakterien, Enterokokken, P. aeruginosa

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g i.v.

Meropenem 3 × 1 g i.v.

oder

Ciprofloxacin 2 × 400 mg i.v.

Cave: Chinolonresistenz bei E. coli 20–40 %

Katheterassoziierte Infektion

Mehrfach parallele Blutkulturen aus peripherer Vene und zentralem Katheter („differential time to positivity“ >2 h)

S. aureus, koagulasenegative Staphylokokken, seltener Enterobakterien

Enterokokken, Pseudomonas und Enterobakterien zusammen stellen etwa 50 % der Erreger

Piperacillin + Tazobactam

3 × (4+0,5) g i.v.

plus

Vancomycin 2 × 1 g i.v.

Ciprofloxacin 2 × 400 mg i.v.

plus

Daptomycin 1 × 6 mg/kg KG i.v.

Vorbehandlung mit Carbapenemen (z. B. bei Fieber in Neutropenie)

Blutkulturen , Trachealsekret/BAL

Stenotrophomonas maltophilia, multiresistenter Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, MRSA, Enterococcus faecium

Ciprofloxacin 3 × 400 mg i.v.

plus

Vancomycin 2 × 1 g i.v.

plus

Cotrimoxazol 2 × 960 mg i.v. + ggf. bei Nachweis Pseudomonas

Colistin 3 × 2 Mio. U i.v.

Besiedlung mit MRSA, erhöhtes Risiko für MRSA-Infektion

Blutkulturen, Trachealsekret

MRSA

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g i.v.

plus

Vancomycin 2 × 1 g i.v.

16.2 Pneumonie

  • G. Michels
  • M. Kochanek

Einteilung der Pneumonien – „Pneumonie-Triade “

  • Ambulant erworbene Pneumonie (CAP, „community acquired pneumonia“: außerhalb des Krankenhauses erworben)

  • Krankenhauserworbenene Pneumonie/nosokomiale Pneumonie (HAP, „hospital acquired pneumonia“: im Krankenhaus bis >48 h nach Krankenhausaufnahme erworben)
    • Sonderform der nosokomialen Pneumonie: ventilatorassoziierte Pneumonie (VAP): Pneumonie, die bei mechanisch beatmeten Patienten häufig nach 10–14 Tage auftritt.

  • Pneumonie beim Immunsupprimierten (z. B. neutropenische Patienten, nach Chemotherapie, nach Transplantation, chronische immunsuppressive Therapie bei Systemerkrankungen → Cave: Pilz- und Virusinfektionen; außerhalb des Krankenhauses oder im Krankenhaus erworben

Das Managment der HAP ist in den S3-Leitlinien aus dem Jahre 2012 (http://www.awmf.org/leitlinien/detail/ll/020-013.html) und das Managment der CAP in den S3-Leitlinien aus dem Jahre 2015 (http://www.awmf.org/uploads/tx_szleitlinien/020-020l_S3_ambulant_erworbene_Pneumonie_Behandlung_Praevention_2016-02-2.pdf) fixiert.

16.2.1 Ambulant erworbene Pneumonie (CAP, „community acquired pneumonia“)

Allgemeines

  • 5.-häufigste Todesursache in Europa

  • Krankenhaussterblichkeit: ca. 13 %

  • Sterblichkeit von intensivpflichtigen Patienten mit CAP: 20–30 % (MAXSEPT-Studie, CIGMA-Studie, CAPNETZ)

  • Häufigste Erreger: Streptococcus pneumoniae

Einteilung

  • Gruppe 1a (gute bis ausreichende Funktionalität, Bettlägerigkeit <50 % des Tages): Schweregradbestimmung nach CRB-65, hospitalisierte Gruppe zusätzlich Evaluation auf multiresistente Erreger

  • Gruppe 1b (NHAP [„nursing home-acquired pneumonia“, Altersheim] und/oder schlechte Funktionalität, Bettlägerigkeit ≥50 % des Tages): Schweregradbestimmung nach CRB-65, hospitalisierte Gruppe zusätzlich Evaluation auf multiresistente Erreger

  • Gruppe 2 (schwere Komorbidität mit infauster Prognose): Palliation als Therapieziel, Hospitalisation nur in pflegerischer Hinsicht

Erregerspektrum

(Tab. 16.2)
Tab. 16.2

Erregerspektrum (Sputumkulturen) der CAP

Häufige und mögliche Erreger

Seltene Erreger

Keine Erreger

Streptococcus pneumoniae

Haemophilus influenzae

Staphylococcus aureus

Enterobakterien (E. coli, K. pneumoniae, Proteus mirabilis)

Pseudomonas aeruginosa

Vergrünend wachsende Streptokokken

Staphylococcus epidermidis und andere koagulase-negative Staphylokokken

Enterokokken

Corynebakterien

Neisserien (außer [sehr selten] N. meningitidis)

Haemophilus spp. (außer H. influenzae)

Candida spp.

Risikostratifizierung

  • Entscheidung zur ambulanten Behandlung oder stationären Einweisung durch Schweregradbestimmung mittels CRB-65-Index („confusion, respiratory rate“ (≥30/min), blood pressure (Hypotonie ≤90 mm Hg systolisch), Alter ≥65 Jahre; Tab. 16.3)

Die Verwendung des Score-Systems ersetzt allerdings nicht das klinische Urteil des Arztes (Berücksichtigung z. B. von Komorbiditäten). Dieser Score soll daher stets ergänzt werden durch die Evaluation des funktionellen Status, die klinische Evaluation potenziell instabiler Komorbiditäten und die Messung der Oxygenierung (Tab. 16.4).

  • Klinische Evaluation:
    • Schwere akute respiratorische Insuffizienz (paO2 ≤55 mm Hg bei Raumluft)

    • Atemfrequenz ≥30/min

    • Multilobäre Infiltrate in der Röntgen-Thoraxaufnahme

    • Neu aufgetretene Bewusstseinsstörung

    • Systemische Hypotension mit Notwendigkeit der aggressiven Volumentherapie

    • Akutes Nierenversagen

    • Leukopenie (Leukozyten <4000 Zellen/mm)

    • Thrombozytopenie (Thrombozyten <100.000 ellen/mm

    • Hypothermie (Körperkerntemperatur <36°C)

Tab. 16.3

CRB-65-Index

1 Punkt für jeden zutreffenden Parameter

Bewertung

Bewusstseinstrübung

Atemfrequenz ≥30/min

Diastolischer Blutdruck ≤60 mm Hg/systolischer Blutdruck <90 mm Hg

Alter ≥65 Jahre

CRB-65-Index = 0: in der Regel ambulante Behandlung

CRB-65-Index ≥1: stationäre Behandlung meistens erforderlich

Tab. 16.4

Kriterien einer intensivmedizinischen Therapienotwendigkeit

Majorkritieren

Minorkritieren

1) Notwendigkeit der Intubation und maschinellen Beatmung

2) Notwendigkeit der Gabe von Vasopressoren (septischer Schock)

1) Schwere akute respiratorische Insuffizienz (paO2 ≤ 55 mm Hg bei Raumluft)

2) Atemfrequenz ≥30/min

3) Multilobäre Infiltrate in der Röntgen-Thoraxaufnahme

4) Neu aufgetretene Bewusstseinsstörung

5) Systemische Hypotension mit Notwendigkeit der aggressiven Volumentherapie

6) Akutes Nierenversagen

7) Leukopenie (Leukozyten <4000 Zellen/mm3)

8) Thrombozytopenie (Thrombozyten <100.000 Zellen/mm3)

9) Hypothermie (Körperkerntemperatur <36°C)

Beurteilung: Ein hohes Risiko der intensivmedizinischen Therapienotwendigkeit (Notfall!) besteht, wenn >2 Minorkritieren oder 1 Majorkriterium erfüllt sind.

Klinik

  • Allgemeinsymptome: z. B. Fieber oder Hypothermie, allgemeines Krankheitsgefühl („malaise“), grippale Symptome wie Myalgien, Arthralgien, Zephalgien, Tachykardie, Hypotonie, Diarrhöen

  • Atemwegssymptome: Husten mit oder ohne Auswurf, Dyspnoe, atemabhängige thorakale Schmerzen (Begleitpleuritis)

  • Neurologische Symptome: u. a. Desorientiertheit („confusion“)

  • Perkussion: Abgeschwächter Klopfschall bei Infiltrationen und/oder einem parapneumonischen Pleuraerguss

  • Auskultation: Inspiratorische Rasselgeräusche bzw. Bronchialatmen

Diagnostik

  • Röntgen-Thorax (<4 h nach Aufnahme): Nachweis eines neu aufgetretenen Infiltrates

  • Thoraxsonographie: alternativ zum Röntgenbild, falls Röntgen-Thorax nicht zeitnah verfügbar

  • Labor: inklusive CRP, PcT und Laktat

  • Mikrobiologie: Erregerdiagnostik bei mittelschwerer bis schwerer Pneumonie:
    • Abnahme von mindestens 2 Blutkulturpaaren

    • Urinantigentest auf Legionellen

    • ggf. eine adäquate Sputumdiagnostik (Gramfärbung und Kultur)

    • Molekulardiagnostik: wird nicht routinemäßig empfohlen

    • Ggf. NAT („nuclear acid amplification“): Bei Vorliegen entsprechender epidemiologischer Hinweise sollte eine NAT auf Influenza A/B veranlasst werden.

Differenzialdiagnosen

  • Dekompensierte Herzinsuffizienz (ggf. Stauungspneumonie)

  • COPD oder AE-COPD

  • Hyperhydratation bei Nierenversagen oder im Rahmen eines pulmorenalen Syndroms

  • Aspirationspneumonie

  • Lungenarterienembolie

  • Strukturelle Lungenerkrankungen, z. B. idiopathische Lungenfibrose

Therapie

Ambulante Behandlung der CAP
  • Indikationen: CRB-65 = 0, ausreichende Oxygenierung (SaO2 >90 %) und fehlende Hinweise auf instabile Komorbiditäten

  • Re-Evaluation: nach 48 (–72) h

  • Kriterien für stationäre Aufnahme: Hypoxämie/Sauerstoffpflichtigkeit, instabile Komorbiditäten (z. B. Stauungspneumonie bei Herzinsuffizienz), Komplikationen (z. B. Pleuraerguss), soziale Faktoren (z. B. fehlende häusliche Versorgung)

Stationäre Behandlung der CAP
Notfallbehandlung (>2 Minorkriterien oder ein Majorkriterium)
  • Volumentherapie mit kristalloiden Lösungen sowie umgehende Einleitung einer adäquaten initialen antimikrobiellen Therapie (innerhalb von 1 h)

  • Überwachung auf IMC oder Intensivstation: Patienten mit instabilen oder potenziell dekompensierenden Komorbiditäten und Patienten mit ≥1 Minorkriterien

  • Überwachungsparameter: Oxymetrie, Atemfrequenz, Blutdruck, Herzfrequenz, Temperatur, Bewusstseinsstatus, Organfunktionen (z. B. Kreatinin, Transaminasen, NT-proBNP)

  • Evaluation von pneumonieassoziierten Komplikationen: (un-)komplizierter parapneumonischer Pleuraerguss, Pleuraempyem sowie Lungenabszess

  • Komplizierter Pleuraerguss bzw. Pleuraempyem

  • Sepsisbündel (Tab. 16.5)

Tab. 16.5

Sepsisbündel

Schnellstmöglich abgeschlossen innerhalb von 3 h

Abgeschlossen innerhalb von 6 h

Laktatbestimmung

Entnahme von Blutkulturen (2 Paare)

Intravenöse Gabe einer adäquaten Breitsprektrumantibiotikatherapie (innerhalb der ersten Stunde)

Bei arterieller Hypotension oder Laktaterhöhung rasche intravenöse Gabe von Kristalloiden

Gabe von Vasopressoren, bei fehlendem Ansprechen auf Volumensubstitution

Wiederholung der Laktatmessung, wenn initial erhöhte Werte

Antibiotikatherapie
  • Sofortige Einleitung (<1 h) der antimikrobiellen Therapie in der Notfallambulanz (nach mikrobiologischer Diagnostik, Tab. 16.6).

  • Bei hospitalisierten Patienten mit mittelschwerer Pneumonie sollte in den ersten Tagen die Verabreichung der antimikrobiellen Therapie parenteral erfolgen.

  • Gerade bei mittelschwerer und schwerer Pneumonie sollte eine Sequenztherapie angestrebt werden, d. h. Umstellung von i.v. auf orale Antibiotika.

  • Bei der schweren Pneumonie sollte initial für mindestens 3 Tage eine parenterale Behandlung erfolgen.

  • Absetzen von entweder Oseltamivir oder Antibiotikum, wenn spezifischer Erreger nachgewiesen worden ist.

  • Influenzapandemie oder hohe Aktivität einer saisonalen Influenza: Hier sollte die frühzeitige Gabe von Oseltamivir (insbesondere bei hospitalisierten Patienten mit mittelschwerer bzw. schwerer Pneumonie) zusätzlich zur antibakteriellen Therapie erfolgen.

  • Multiresistente Erreger: MRSA, ESBL-bildende Enterobakterien, Pseudomonas aeruginosa → eher selten bei CAP.

  • Aspirationspneumonie: Ampicillin/Sulbactam (Unacid), Clindamycin plus Cephalosporin der Gruppen II oder Moxifloxacin.

  • Bei Vorliegen einer Niereninsuffizienz soll die erste Gabe der antimikrobiellen Therapie in voller Dosierung erfolgen.

  • Ein therapeutisches Drug-Monitoring (TDM) ist, abhängig von der Verfügbarkeit eines TDM-Labors in speziellen Fällen, insbesondere bei kritisch Kranken mit pneumogener Sepsis, sinnvoll (S3-Leitlinie Strategien zur Sicherung rationaler Antibiotikaanwendung im Krankenhaus, http://www.awmf.org/uploads/tx_szleitlinien/092-001m_S3_Antibiotika_Anwendung_im_Krankenhaus_2013-12.pdf); ggf. Dosiskalkulation (http://www.dosing.de/).

  • Vor dem Hintergrund der zeitabhängigen Abtötungskinetik von β-Laktamantibiotika erscheint eine „prolongierte Applikation“ (40–50 % des Dosierungsintervalls, über 3–4 h i.v./Perfusor) sinnvoll.

  • Eine kontinuierliche Applikation von Antibiotika sollte nur TDM-gesteuert durchgeführt werden (Gefahr der dauerhaften Unterschreitung der PK/PD-Ziele).

  • Therapiedauer: meist 5–7 Tage. Kürzere Therapien sind möglich bei rascher klinischer Stabilisierung. Vor Therapieende soll eine klinische Stabilisierung für mindestens 2 Tage erfolgt sein.

  • Bei Nachweis von Pneumokokken als ursächlichem Erreger sollte mit Penicillin behandelt werden.

  • Stellenwert des Procalcitonins (PcT):
    • Hohe Sensitivität in der Differenzialdiagnostik der CAP, Abgrenzung bakterieller von viral ausgelöster CAP

    • Geeigneter Verlaufsparameter für die Dauer und das Ansprechen der antimikrobiellen Therapie.

    • Eine PcT-gesteuerte Strategie zur Bestimmung der Therapiedauer im individuellen Fall kann in erfahrenen Zentren eingesetzt werden. PcT-gesteuerte Therapie bei schwerer CAP: Therapiebeendigung bei Abfall des PcT >80 % des Maximalwertes oder <0,5 ng/ml.

Tab. 16.6

Empfehlungen zur initialen kalkulierten Antibiotikatherapie von Patienten mit CAP

CAP

Unterform/Risikoprofil

Häufige Erreger

Therapie der 1. Wahl

Therapie der 2. Wahl/Alternative

Leichte CAP (meist ambulant)

(CRB-65 = 0, normale oder kompensierte Oxygenierung (O2-Sättigung minimal 90 %, keine dekompensierte Komorbidität)

Ohne Komorbiditäten

S. pneumoniae, M. pneumoniae, Influenzaviren

Aminopenicillinpräparat:

Amoxicillin

≥70 kg: 3 × 1 g p.o.;

<70 kg: 3 × 750 mg p.o.

Therapiedauer: 5–7 Tage

Fluorochinolon (Moxifloxacin, Levofloxacin), Makrolid (Azithromycin, Clarithromycin) oder Tetracyclin (Doxycyclin)

Mit Komorbiditäten (chronische Herzinsuffizienz, ZNS-Erkrankungen mit Dysphagie, schwere COPD, Bronchiektasen, Bettlägerigkeit, PEG-Sonde)

S. pneumoniae, H. influenzae, S. aureus (MSSA, MRSA1), L. pneumophila2,

Enterobakterien (z. B. Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli),

Anaerobier

Aminopenicillin + Betalaktamaseinhibitor:

Amoxicillin/

Clavulansäure (2–3 × 875/125 mg p.o.)

Therapiedauer: 5–7 Tage

Fluorchinolon: Moxifloxacin (1 × 400 mg p.o.),

Levofloxazin (2 × 500 mg p.o.),

Mittelschwere CAP

(Normalstation)

Weder leicht noch schwer

S. pneumoniae, M. pneumoniae, H. influenzae, gramnegative Enterobacteriaceae und respiratorische Viren

Der Anteil an S. aureus, Enterobakterien und P. aeruginosa nimmt zu

Aminopenicillin/Betalaktamaseinhibitor oder Cephalosporin der Klasse 2 oder 3a ± Makrolid für 3 Tage

Amoxicillin/Clavulansäure (3 × 2,2 g i.v.)

Cefuroxim (Zinacef 3 × 1,5 g i.v.), Ceftriaxon (Rocephin 1 × 2,0 g i.v.), Cefotaxim (Claforan 3 × 2,0 g i.v.)

± Makrolid (Clarithromycin, z. B. Klacid 2 × 500 mg i.v.)

Therapiedauer: 5–7 Tage

Fluorchinolone:

Moxifloxacin (1 × 400 mg p.o.),

Levofloxacin (2 × 500 mg i.v.)

Schwere CAP

(IMC/ICU)

(akute respiratorische Insuffizienz und/oder schwere Sepsis bzw. septischer Schock und/oder dekompensierte Komorbidität)

Schwere hospitalisierte CAP ohne Pseudomonas-Risiko3

S. pneumoniae, H. influenzae, atypischen Erreger, S. aureus (MSSA), Enterobakterien, P. aeruginosa, Influenzaviren

β-Laktamantibiotika: Piperacillin/Tazobactam (3 × 4,5 g i.v.), Ceftriaxon (1 × 2 g i.v.), Cefotaxim (3 × 2 g i.v.)

plus

Makrolid (Clarithromycin 2 × 500 mg i.v.); bei klinischer Stabilisierung und fehlendem Nachweis eines atypischen bakteriellen Erregers soll die Makrolidtherapie nach 3 Tagen beendet werden.

Therapie: 7 Tage

Fluorchinolone:

Moxifloxacin (1 × 400 mg p.o.),

Levofloxacin (2 × 500 mg, i.v.)

Schwere CAP

Schwere hospitalisierte CAP mit Pseudomonasrisiko3

Piperacillin/Tazobactam oder Imipenem/Meropenem

plus

Fluorchinolon (Levofloxacin 1–2 × 500 mg i.v., Ciprofloxacin 2–3 × 400 mg i.v.) 4

Therapie: 7 Tage

Piperacillin/Tazobac., Carbapenem

plus

Aminoglykosid und Makrolid

Anmerkungen zur Tabelle:

1 MRSA-Pneumonie: Therapieempfehlung mit Vancomycin ± Rifampicin (oder Linezolid). Bei einer unkomplizierten MRSA-Pneumonie und nicht eingeschränkter Nierenfunktion wird die Gabe von Vancomycin empfohlen. Weitere MRSA-wirksame Substanzen sind Tigecyclin, Tedizolid, Ceftarolin und Ceftobiprol sowie als Kombinationspartner Fosfomycin und Rifampicin.

2 L. pneumophila: Bei Verdacht auf Legionelleninfektion dann Legionellenantigentest i. U., Therapie mit Moxifloxacin oder Levofloxacin, Therapiedauer bis 14 Tage.

3 Pseudomonasrisiko: Schwere chronische strukturelle Lungenerkrankung mit stationärer Aufnahme oder Antibiotikatherapie in den letzten 3 Monaten, bekannte Pseudomonaskolonisation, Mukoviszidose, Bronchiektasien und Ernährung über PEG-Sonde.

4 Kombinationstherapie bei schwerer bzw. intensivpflichtiger CAP: Obwohl in 2 Studien kein Unterschied zwischen einer Mono- und einer Kombinationstherapie nachgewiesen werden konnte (Heyland et al. 2009; Brunkhorst et al. 2012), so empfehlen die Leitlinien weiterhin eine Kombinationstherapie. Insbesondere ICU-Patienten mit hohem Risikoprofil sollten weiterhin eine Kombinationstherapie mit einem β-Laktamantibiotikum plus einem Makrolid erhalten. Erst nach ausgiebiger Diagnostik bzw. wegweisender Mikrobiologie sollte eine Deeskalation auf eine Monotherapie erfolgen.

Risikofaktoren für eine Infektion mit Pseudomonas aeruginosa
  • Pulmonale Komorbidität (strukturelle chronische Erkrankungen wie COPD im GOLD-Stadium IV, Bronchiektasen, Mukoviszidose)

  • Stationärer Aufenthalt in den letzten 30 Tagen

  • Glukokortikoidtherapie (mindestens 10 mg Prednisonäquivalent über mindestens 4 Wochen)

  • Aspiration

  • Breitspektrumantibiotikatherapie über mehr als 7 Tage innerhalb des letzten Monats

  • Malnutrition (Fehlernährung)

Therapieversagen

  • Therapieansprechen überprüfen:
    • Klinische Untersuchung mit Bestimmung der Stabilitätskriterien (stabil: Herzfrequenz ≤100/min, Atemfrequenz ≤24/min, systolischer Blutdruck ≥90 mm Hg, Temperatur ≤37,8°C)

    • Bestimmung des CRP oder PcT nach 3–4 Tagen

    • Ggf. Sonographie des Thorax bei Vorliegen eines Pleuraergusses zur Beurteilung der Ergussdynamik

    • Eine kurzfristige Röntgen-Thoraxaufnahme im Verlauf ist bei klinischem Ansprechen nicht routinemäßig indiziert

  • Therapieversagen (5–30 %), diagnostisches Vorgehen:
    • Erneute Anamnese und klinische Untersuchung, Einbeziehung epidemiologischer Daten

    • Überprüfung der bisherigen Antibiotikatherapie, einschließlich Dosierung

    • Suche nach infektiösen Komplikationen (z. B. Pleuraempyem)

    • Suche nach nichtinfektiösen Komplikationen (dekompensierte Komorbidität, Lungenembolie)

    • Suche nach einem extrapulmonalen Infektionsfokus

  • Einteilung des Therapieversagens
    • Primäres Therapieversagen: Progrediente Pneumonie (progressive pneumonia) oder verzögert ansprechende Pneumonie („nonresponding pneumonia“) innerhalb der ersten 72 h nach Therapiebeginn

    • Sekundäres Therapieversagen: Erneute Verschlechterung der Symptomatik nach initialer klinischer Stabilisierung

  • Therapieversagen, erweiterte Diagnostik: Mikrobiologie, Thoraxsonographie, Echokardiographie, Bronchoskopie mit BAL, L.-pneumophila-Antigen-Nachweis (Serogruppe 1) aus Urin, Nachweis von NAT und/oder IgM-Antikörpern gegen M. pneumoniae, diagnostische Pleuraergusspunktion, CT-Bildgebung, Ausschluss einer immunsupprimierenden Erkrankung (z. B. HIV-Test)

Beatmungstherapie bei CAP
  • NIV-Versuch bei akuter hyperkapnischer respiratorischer Insuffizienz und akutem hypoxischem Versagen

  • Invasive Beatmung: Stets lungenprotektive Beatmung ( Kap. 3) mit niedrigen Tidalvolumen anstreben

Supportive Maßnahmen bei CAP
  • Frühmobilisation

  • CAP und chronisch obstruktive Lungenerkrankung (COPD oder Asthma): Gabe von systemischen Steroiden (50 mg Prednison pro Tag) für 5 Tage

  • Instabile Patienten mit septischen Schock sollten bei fehlendem Ansprechen auf Volumen- und Katecholamintherapie zusätzlich Hydrocortison erhalten

  • Thromboseprophylaxe mit niedermolekularen Heparinen

  • Evaluation instabiler Komorbiditäten

16.2.2 Nosokomial erworbene Pneumonie (HAP, „hospital acquired pneumonia“)

Allgemeines

  • HAP als häufige Komplikation von Krankenhausaufenthalten.

  • Therapierelevant ist bereits die Verdachtsdiagnose einer HAP.

  • In Abständen von 6–12 Monaten sollen das Erregerspektrum und die Resistenzsituation der jeweiligen Station/Klinik erhoben und so dargestellt werden, dass diese Daten für Entscheidungen zur kalkulierten Antibiotikatherapie herangezogen werden können.

  • Durchschnittliche Pneumonierate ohne Beatmung: 0,6 pro 1000 Patiententage ohne Beatmung

  • Durchschnittliche Pneumonierate bei invasiver Beatmung: 5,4 pro 1000 invasive Beatmungstage

  • Durchschnittliche Pneumonierate bei nichtinvasiver Beatmung: 1,6 pro 1000 nichtinvasive Beatmungstage

  • Letalität der HAP: 10–50 %

Einteilung

Nosokomiale Pneumonie: Pneumonie mit Beginn ≥48 h nach Aufnahme, die bei Aufnahme im Krankenhaus weder vorhanden noch in Inkubation begriffen war (manchmal schwer von später ambulant erworbener Pneumonie abzugrenzen)

Beatmungsassoziierte Pneumonie („ventilator associated pneumonia“, VAP): nosokomiale Pneumonie mit Beginn >48 h nach endotrachealer Intubation

Erregerspektrum

(Tab. 16.7)
Tab. 16.7

Erregerspektrum (Sputumkulturen) der HAP

HAP ohne Risikofaktoren für multiresistente Erreger (MRE)

HAP mit Risikofaktoren für multiresistente Erreger (MRE)

Bakterien und Pilze der oropharyngealen Standortflora ohne therapeutische Relevanz bei HAP

Enterobacteriaceae (Escherichia coli, Klebsiella spp., Enterobacter spp.)

Haemophilus influenzae

Staphylococcus aureus (MSSA)

Streptococcus pneumoniae

zusätzlich:

Methicillinresistente Staphylococcus aureus (MRSA)

ESBL-bildende Enterobacteriaceae

Pseudomonas aeruginosa

Acinetobacter baumannii

Stenotrophomonas maltophilia

Corynebacterium spp.

Enterococcus spp.

Neisseria spp.

α-hämolysierende (vergrünende) Streptokokken

Koagulasenegative Staphylokokken

Candida spp.

Risikostratifizierung

  • Die Anwendung von Pneumonie-Scores, z. B. „Clinical Pulmonary Infection Score“ (CPIS), sind mit keiner klinischen Verbesserung assoziiert.

  • Risikofaktoren für „multiresistente Erreger“ (MRE) bei HAP
    • antimikrobielle Vortherapie

    • Hospitalisierung >4 Tage („late-onset“)

    • invasive Beatmung >4–6 Tage

    • Aufenthalt auf Intensivstation

    • Malnutrition (Unterernährung)

    • strukturelle Lungenerkrankung (z. B. COPD, Bronchiektasie)

    • Bekannte Kolonisation durch MRE

    • Aufnahme aus Langzeitpflegebereichen, chronische Dialyse, Tracheostomaträger, offene Hautwunden

    • Immunsuppression

Diagnostik

  • Röntgen-Thorax

  • Labor: inklusive CRP, PcT und Laktat

  • Mikrobiologie:
    • Blutkulturen (2 Paare)

    • Legionellenantigen im Urin

    • Material aus tracheobronchialem Aspirat (TBAS) oder bronchoalveolärer Lavage (BAL)

    • Auf eine gezielte Candidadiagnostik aus Atemwegsmaterialien soll bei HAP verzichtet werden, da Hefepilzinfektionen als Ursache nosokomialer Pneumonien bei Patienten ohne definiertes Immundefizit extrem selten sind.

    • Eine invasive (Bronchoskopie) ist einer nichtinvasiven Diagnostik (Gewinnung von Tracheobronchialsekret durch Absaugen) bei VAP (Beatmungspneumonie) nicht überlegen.

    • Aspergillusdiagnostik: Insbesondere, wenn Prädispositionen (strukturelle Lungenerkrankung, eine rheumatologische Grunderkrankung oder eine Leberzirrhose) vorliegen und/oder hinweisende Infiltrate im CT-Thorax zur Darstellung kommen (hochspezifische Halozeichen), die mit einer invasiven Aspergillose assoziiert sein können; Aspergilluskultur und/oder ein Galaktomannan-Antigentest aus der BAL

„Diagnosekriterien“: Röntgen-Thorax: neues oder progredientes Infiltrat plus 2 von 3 Kriterien:
  • Leukozytose >10.000 oder Leukopenie <4.000/μl,

  • Fieber ≥38,3°C,

  • purulentes Sekret.

Differenzialdiagnose

  • Atelektasen

  • Hyperhydratation/dekompensierte Herzinsuffizienz

  • Alveoläre Hämorrhagie

  • Interstitielle Lungenerkrankung (z. B. kryptogen organisierende Pneumonie)

  • ARDS

  • Lungenarterienembolien

Therapie

  • Start der Antibiotikatherapie so früh wie möglich (<1 h).

  • Kombinationstherapie bei HAP-Patienten mit Risikofaktoren für multiresistente Erreger (MRE): Nach 3 Tagen soll die Erfordernis der Kombinationstherapie überprüft und bei Nachweis eines empfindlichen Erregers bzw. Stabilisierung des Patienten auf eine Monotherapie deeskaliert werden.

  • Reevaluation → 48–72 h nach Therapiebeginn: Beurteilung des klinischen Verlaufs, der Ergebnisse der initialen mikrobiologischen Diagnostik, der Röntgen-Thorax-Untersuchung und von PcT.

  • Deeskalation auf eine Monotherapie, falls klinische Besserung nach 48–72 h Therapie.

  • Therapiedauer: 8 Tage.

  • Bei Therapieversagen an folgende Dinge denken:
    • Infektion mit primär resistentem bakteriellen oder nichtbakteriellen Erreger

    • Resistenzentwicklung unter Therapie

    • Unterdosierung der antimikrobiellen Therapie

    • Superinfektion mit „neuem“ Erreger

    • Komplikationen unter HAP (z. B. Lungenabszess, Pleuraempyem)

  • Gezielte Therapie einer HAP mit Nachweis von MRE (Tab. 16.8)
    • MRSA: Vancomycin, Teicoplanin und Linezolid

    • P. aeruginosa: Ceftazidim, Cefepim, Piperacillin, Carbapeneme sowie Ciprofloxacin, Levofloxacin

    • ESBL-Stämme: Carbapeneme, ggf. Colistin

    • Stenotrophomonas maltophilia: Cotrimoxazol indiziert

    • Acinetobacter spp.: Imipenem oder Meropenem, ggf. Colistin

Tab. 16.8

Empfehlungen zur initialen kalkulierten Antibiotikatherapie von Patienten mit HAP

HAP

Häufige Erreger

Therapie

HAP ohne Risikofaktoren für multiresistente Erreger (MRE)

Enterobacteriaceae

– Escherichia coli,

– Klebsiella spp.,

– Enterobacter spp.,

Haemophilus influenzae,

Staphylococcus aureus (MSSA),

Streptococcus pneumoniae

Aminopenicillin/Betalaktamaseinhibitor: Amoxicillin/Clavulansäure (3 × 2,2 g i. v.), Ampicillin/Sulbactam (Unacid, 3 × 3 g i.v.)

oder

Cephalosporine der Gruppe 3a: Ceftriaxon (1 × 2,0 g i.v.), Cefotaxim (3 × 2,0 g i. v.)

oder

Carbapenem: Ertapenem (1 × 1 g i.v.)

oder

Fluochinolone: Moxifloxacin (1 × 400 mg i.v.), Levofloxacin (2 × 500 mg i.v.)

Therapiedauer: 8 Tage

HAP mit Risikofaktoren für multiresistente Erreger (MRE)1

zusätzlich:

Methicillinresistente Staphylococcus aureus (MRSA),

ESBL-bildende Enterobacteriaceae4,

Pseudomonas aeruginosa4,

Acinetobacter baumannii4,

Stenotrophomonas maltophilia

Pseudomonaswirksames Betalaktam: Piperacillin/Tazobactam (Tazobac 3 × 4,5 g i.v.)

oder

Cephalosporine der Gruppe 3a: Cefepim (3 × 2 g i.v.), Ceftazidim (3 × 2 g i.v.)

oder

Carbapeneme: Imipenem (3 × 1 g i.v.), Meropenem (3 × 1 g i.v.)

plus

3Fluorchinolone: Ciprofloxacin (Ciprobay 3 × 400 mg i.v.), Levofloxacin (2 × 500 mg i.v.)

oder

Aminoglykoside (Gentamicin, Tobramycin und Amikacin)

oder

4Colistin („loading dose“: 6–9 Mio. I.E., Dauertherapie: 3 × 2–3 Mio. I.E. i.v.)

Therapiedauer: 8–10 Tage

Anmerkungen:

1 Management von ICU-Patienten mit HAP

– ohne Antibiotikavorbehandlung länger als 48 h und fehlendes Risiko für multiresistente Erreger (MRE) und Vorliegen einer hämodynamisch stabilen Situation: β-Lactamantibiotika-Monotherapie.

– mit Antibiotikavorbehandlung über 48 h oder hohes Risiko für MRE oder Vorliegen eines septischen Schocks: initiale Kombinationstherapie2. Erst nach ausgiebiger Diagnostik (tracheobronchiales Aspirat/BAL) bzw. wegweisender Mikrobiologie kann eine Deeskalation auf eine Monotherapie erfolgen5.

2 Kombinationstherapie von ICU-Patienten mit HAP: Die aktuelle Leitlinie empfiehlt eine initiale Kombinationstherapie bei hohem Risiko für multiresistente Erreger und/oder einer Antibiotikavortherapie und/oder Vorliegen eines septischen Schocks. Falls mikrobiologisch keine multiresistenten Erreger nachgewiesen werden und sich eine klinische Stabilisierung zeigt, kann nach 48–72 h (Reevaluation) nach Therapiebeginn auf eine Monotherapie deeskaliert werden.

3 Fluorchinolone: Zu unterscheiden sind Substanzen mit Pneumokokkenaktivität (Moxifloxacin, Levofloxacin) und Substanzen mit Pseudomonasaktivität (Ciprofloxacin, Levofloxacin), d. h. im Rahmen der Kombinationstherapie sollten Ciprofloxacin oder Levofloxacin primär Anwendung finden.

4 Ggf. Kombinationstherapie mit Colistin bei multiresistenten Stämmen: P. aeruginosa, A. baumannii, Carbapenem-resistenten Enterobakterien

5 Deeskalation-Management:

– Deeskalation bei klinischer Besserung, jedoch fehlendem Nachweis eines respiratorischen Erregers: Deeskalation auf eine Monotherapie mit dem in der Initialkombination enthaltenen β-Laktamantibiotikum oder Fluorchinolon.

– Deeskalation bei Nachweis eines spezifischen Pathogens: Gezielte Monotherapie nach Antibiogramm .

Intensivmedizinisches Antibiotikamanagement der Pneumonie

  • Intensivpflichtige ambulant erworbene Pneumonie: β-Laktam + Makrolid

  • Intensivpflichtige nosokomiale Pneumonie ohne Risikofaktoren für multiresistente Erreger (MRE): Aminopenicillin/β-Laktamaseinhibitor-Monotherapie

  • Intensivpflichtige nosokomiale Pneumonie mit Risikofaktoren für multiresistente Erreger (MRE): Pseudomonaswirksames β-Laktam + Aminoglykosid oder Fluorchinolon

Prävention

Prävention der nosokomialen beatmungsassoziierten Pneumonie

  • Beatmungsschläuche: Wechsel von Beatmungsschläuchen nicht häufiger als alle 7 Tage, außer bei Beschädigung oder sichtbarer Verschmutzung.

  • Endotrachealtuben: Der Nutzen silberbeschichteter Endotrachealtuben (Silber als antimikrobielle Substanz) ist derzeit ungeklärt.

  • Cuffdruck: Ziel-Cuffdruck je nach Beatmungssituation zwischen 20 und 30 cm H2O.

  • Subglottische Absaugung: Verwendung von Endotrachealtuben mit subglottischer Absaugdrainage bei einer zu erwartenden Beatmungsdauer von >72 h; ungeklärt ist die Art der Sekretdrainage: intermittierend mit 20 ml Einmalspritze vs. kontinuierlich mit Pumpe.

  • Endotracheale Absaugung: Unter infektionspräventiven Gesichtspunkten konnte kein Unterschied zwischen offenen und geschlossenen Absaugsystemen gezeigt werden; Bevorzugung von geschlossenen Systemen bei Kolonisation der Atemwege mit MRE.

  • Endotracheale Intubation: Die orotracheale Intubation ist gegenüber der nasotrachealen (höhere Inzidenz von Sinusitiden) zu bevorzugen.

  • Tracheotomie: Die Überlegenheit einer Frühtracheotomie im Hinblick auf eine Reduktion der Inzidenz der VAP konnte bisher nicht gezeigt werden.

  • Nichtinvasive Beatmung: Unter engmaschiger Überwachung und Beachtung der Kontraindikationen ist eine NIV zur Vermeidung einer endotrachealen Intubation zu erwägen.

  • Lagerungsmaßnahmen: Es gibt keine Evidenz für eine Oberkörperhochlagerung von beatmeten Patienten zur Senkung der Pneumonierate außer als Bestandteil in sog. Präventionsbündeln. Die Rolle der Lagerung für die Prävention der beatmungsassoziierten Pneumonie ist bisher ungeklärt.

(Suger-Wiedeck et al. 2013)

16.3 Opportunistische Infektionserkrankungen

  • M. Kochanek
  • O. Cornely
  • G. Fätkenheuer

16.3.1 Definition

  • Erkrankungen immunsupprimierter Patienten meist durch Reaktivierung latenter Infektionen .

  • Die häufigsten opportunistischen Infektionen sind Pneumocystis-jiroveci-Pneumonie (PjP; früher auch Pneumocystis-carinii-Pneumonie, PCP, genannt), (zerebrale) Toxoplasmose, HSV-, VZV- und CMV-Erkrankung (Tab. 16.9, Tab. 16.10, Tab. 16.11, Tab. 16.12, Tab. 16.13).

Tab. 16.9

Pneumocystis-jiroveci-Pneumonie (PjP)

Risikofaktoren

Diagnostika

Therapie

Unverträglichkeit/Allergie/Verdacht auf Therapieversager

HIV-Infektion mit CD4-Zellzahl <200/µl

Chemotherapie bei hämatoonkologischer Erkrankung

Allogene Stammzelltransplantation

Organtransplantation

Langzeiteinnahme von Glukokortikoiden

Therapie mit Chemotherapeutika oder Biologika mit T- oder B-Zell-supprimierender Wirkung (z. B. Purinanaloga oder spezifische Antikörper wie Alemtuzumab)

Röntgen-Thorax, CT-Thoraxb

LDH ↑↑

Arterielle BGA (paO2 erniedrigt)c

BAL (Immunfluoreszenz, evtl. PCRd)

Histologiee

Trimethoprim 20 mg/Sulfamethoxazol 100 mg/kg KG/Tag i.v.

(entspricht in der Regel 3 × 400 mg Trimethoprim/2400 mg Sulfamethoxazol; Cotrimoxazol)

Clindamycin 3 × 600 mg i.v.

plus

Primaquin 1 × 15 mg p.o.e

oder

Atovaquon 3 × 750 mg/Tag p.o. über 21 Tagef

Bei paO2 <70 mm Hg zusätzlich: Prednison 2 × 40–50 mg/Tag p.o. oder i.v. über 5 Tage

Anmerkungen:

a Die PjP wird primär klinisch diagnostiziert. Eine mikrobiologische Sicherung der Diagnose sollte angestrebt werden.

b Das CT-Thorax ist ein sehr sensitives Verfahren, ein normales CT-Thorax schließt eine PjP relativ sicher aus.

c Eine arterielle BGA muss bei Verdacht auf PjP immer erfolgen!

d Die Immunfluoreszenz (IFT) ist das Standardverfahren zur Diagnose einer PjP . Wegen der hohen Sensitivität der PCR und der Kolonisation auch bei Gesunden sind falsch-positive PCR-Befunde häufig. Die positive PCR ohne Bestätigungstest (IFT) sichert nicht die Diagnose einer PJP!

e Die bislang geltende Empfehlung mit Pentamidin besteht nicht mehr. Es wurde ein erhöhtes Todesrisiko bei der Erst- und Zweitlinientherapie mit Pentamidin nachgewiesen. Das gilt nicht für die Prophylaxe mit Pentamidin.

f Atovaquon ist nicht indiziert bei schwerer PJP.

Tab. 16.10

Herpes-simplex-Viruserkrankung (HSV)

Risikofaktoren

Lokalisation

Diagnostik

Therapie

Unverträglichkeit/Allergie

HIV-Infektion

Chemotherapie bei hämatoonkologischen Erkrankungen

Allogene Stammzelltransplantation

Organtransplantation

Mangelernährung

Ausgedehntes Ekzem

Verbrennungen

Herpes simplex labialis

Herpes simplex genitalis

Herpes-simplex-Keratitis

Klinik

HSV-PCR aus Abstrich

Aciclovir 3 × 5 mg/kg KG/Tag i.v. über 7 Tage

oder

Aciclovir 5 × 400 mg/Tag p.o.

Famciclovir 2 × 500 mg/Tag p.o. über 7 Tage

oder

Valaciclovir 2 × 500 mg/Tag p.o. über 5–10 Tage

oder

bei Aciclovir-Resistenz: Foscarnet 2 × 90 mg/kg KG/Tag i.v. über 14–21 Tage

Herpes-simplex-Enzephalitis

HSV-PCR aus Liquor

Aciclovir 3 × 10 mg/kg KG i.v. über 14–21 Tage

Tab. 16.11

Varizella-zoster-Viruserkrankung (VZV)

Risikofaktoren

Lokalisation

Diagnostik

Therapie

Unverträglichkeit/Allergie

Fehlende Impfung

HIV-Infektion

Chemotherapie bei hämatoonkologischen Erkrankungen

Allogene Stammzelltransplantation

Organtransplantation

Steroide

Mangelernährung

Ausgedehntes Ekzem

Verbrennungen

Höheres Alter

Gürtelrose oder atypische, bisweilen generalisierte Verteilung der Läsionen

Klinik

VZV-PCR aus Abstrich

Aciclovir 3 × 10 mg/kg KG/Tag i.v. über 7 Tage

oder

Valaciclovir 3 × 1 g/Tag p.o. über 7 Tage

bei Aciclovir-Resistenz: Foscarnet 2 × 90 mg/kg KG/Tag i.v. über 10 Tage

Lunge

VZV-PCR aus BAL

Aciclovir 3 × 10 mg/kg KG i.v. über 14–21 Tage

VZV-Enzephalitis

VZV-PCR aus Liquor

Aciclovir 3 × 10 mg/kg KG i.v. über 14–21 Tage

Tab. 16.12

Cytomegalie-Viruserkrankung (CMV)

Risikofaktoren

Diagnostik

Therapie

Unverträglichkeit/Allergie

HIV-Infektion (CD4-Zellzahl <50/µl): Retinitis, Enterokolitis, Enzephalitis

CMV-PCR im Bluta

CMV-pp65-Antigen im Blutb

Ophthalmoskopie

Endoskopie

CMV-PCR im Liquor

Ganciclovir 2 × 5 mg/kg KG/Tag i.v. über 14–21 Tage

Foscarnet 2 × 90 mg/kg KG/Tag i.v. über 14–21 Tage

oder

Cidofovir 5 mg/kg KG Tag 1 und Tag 8, ggf. Fortführen an Tag 21

oder

Valganciclovir 2 × 900 mg/Tag für 21 Tage

Allogene Stammzelltransplantation, Organtransplantation: Pneumonitis, Enterokolitis

CMV PCR im Blutc

CT-Thorax, BAL mit CMV-PCR, Endoskopie

Anmerkungen:

a Bei CMV-Retinitis ist die CMV-PCR im Blut häufig negativ.

b PCR und pp65-Antigen sind in der Sensitivität und Spezifität etwa gleich.

c Das CMV-pp65-Antigen kann in der Neutropenie aus technischen Gründen nicht nachgewiesen werden.

Tab. 16.13

Zerebrale Toxoplasmose

Risikofaktoren

Diagnostik

Therapie

Unverträglichkeit/Allergie

HIV-Infektion

CD4-Zellzahl <100/µl ohne effektive Prophylaxe

Allogene Stammzelltransplantation

Organtransplantation

MRT, CT mit KMa

Liquor-PCRb

Histologie

Pyrimethamin 200 mg Tag 1, danach 75 mg/Tag p.o.

plus Sulfadiazin 4 × 1–1,5 g/Tag p.o.

plus Calciumfolinat (Leukovorin) 15 mg p.o.c

Pyrimethamin 200 mg Tag 1, danach 75 mg/Tag p.o.

plus Clindamycin 2 × 1200 mg/Tag i.v. oder p.o.

plus Calciumfolinat (Leukovorin) 15 mg p.o.c

oder

Pyrimethamin 200 mg Tag 1, danach 75 mg/Tag p.o.

plus Atovaquon 2 × 1500 mg/Tag p.o.

plus Calciumfolinat (Leukovorin) 15 mg p.o.c

Anmerkungen:

a Der Nachweis des Erregers aus dem Liquor ist bei eindeutiger Bildmorphologie nicht erforderlich. Wird Liquor aus anderer Indikation gewonnen, sollte eine PCR erfolgen.

b Die Toxoplasma-PCR im Liquor hat eine hohe Spezifität, aber eine mäßige Sensitivität, ist also häufig falsch negativ.

c Bei Gabe von Pyrimethamin immer zusätzlich Calciumfolinat 15 mg einsetzen zur Prävention einer Knochenmarktoxizität.

16.4 Mikrobiologische Diagnostik

  • U. Aurbach
  • M. Kochanek
  • H. Seifert

16.4.1 Materialgewinnung und Transportgefäße

  • Die Aussagekraft mikrobiologischer Untersuchungen kann durch Fehler bei der Materialentnahme sowie durch Verzögerungen zwischen Materialgewinnung und -verarbeitung erheblich leiden .

  • Ein Absterben von Mikroorganismen kann durch Austrocknung, Abkühlung oder zu lange Transportzeiten bedingt sein.

  • Außerdem kann es zu einer Überwucherung durch Bakterien der normalen Körperflora kommen.

  • Die Proben sollten daher möglichst vor Beginn einer antimikrobiellen Therapie unter Vermeidung einer Kontamination mit der körpereigenen Standortflora gewonnen und in geeignete, bereits vor der Materialentnahme bereitgelegte, etikettierte und beschriftete Transportgefäße überführt werden .

16.4.2 Behälter und Transportmedien

Es finden folgende Behälter und Transportmedien Verwendung (s. auch unten: Tab. 16.14):

Abstrichtupfer

  • Für Abstriche zum Nachweis aller kulturell anzüchtbaren Erreger sollten immer steril verpackte Tupfer mit Transportmedium verwendet werden.

  • Für Abstrichmaterial, welches für eine molekularbiologische Untersuchung vorgesehen ist, sollten sterile Tupfer ohne Transportmedium verwendet werden .

  • Falls ein Transport ins Labor innerhalb von 2–4 h nicht möglich ist, sollte das Material bis zum Transport im Kühlschrank (2–8°C) gelagert werden (Tab. 16.14) .

Tab. 16.14

Materiallagerung

Kühlschrank (2–8°C)

Raumtemperatur (RT)

Brutschrank (36°C)

Abstriche

Atemwegsmaterial

Biopsien

Ejakulate

Katheterspitzen

Serumproben

Stuhl

Uricult ohne Vorbebrütung

Urin

Blutkulturflaschen

Liquor nativ

Punktate nativ

Punktate in Kulturflaschen

Liquor in Kulturflaschen

Uricult zum Vorbebrüten

Kulturflaschen

  • Es werden Kulturflaschen mit aerobem und anaerobem Milieu verwendet, in die Blut und auch andere Körperflüssigkeiten eingebracht werden können, z. B. Aszites, Dialysat, Liquor, Pleurapunktat oder andere Punktate.

  • Falls ein Transport ins Labor innerhalb von 2–4 h nicht möglich ist, sollten Kulturflaschen bis zum Transport bei Raumtemperatur, nicht im Brutschrank und keinesfalls im Kühlschrank (2–8°C) gelagert werden!

Serummonovetten

  • Für serologische Untersuchungen dürfen die Monovetten keine Antikoagulanzien, wie Heparin, EDTA oder Citrat, enthalten .

  • Zum Antigen- und Antikörpernachweis sollten Serummonovetten eingesendet werden .

  • Falls ein Transport ins Labor innerhalb von 2–4 h nicht möglich ist, sollten Serummonovetten bis zum Transport im Kühlschrank (2–8°C) gelagert werden.

Spritzen

  • Eine zur Probenentnahme verwendete Spritze (z. B. zur Punktion eines Pleuraempyems) kann – ohne Kanüle – mit aufgesetztem Verschlusskonus direkt als Transportgefäß dienen.

  • Falls ein Transport ins Labor innerhalb von 2–4 h nicht möglich ist, sollte das Material bis zum Transport im Kühlschrank (2–8°C) gelagert werden.

Sterile leere Gefäße

  • Unterschiedliche sterile Becher, Röhrchen und Spitzbodenröhrchen stehen für den Transport von BAL, Katheterspitzen, Liquor, Punktaten, Sekreten, Sputum, Urin zur Verfügung .

  • Außerdem dienen diese Gefäße dem Transport von Biopsiematerial, das nur mit einer kleinen Menge (0,5 ml) steriler Flüssigkeit angefeuchtet werden soll und keinesfalls in Formalin oder eine andere Fixierungslösung gegeben werden darf.

  • Auf sachgemäßen Verschluss der Gefäße ist zu achten.

  • Falls ein Transport ins Labor innerhalb von 2–4 h nicht möglich ist, sollte das Material mit Ausnahme von Liquor bis zum Transport im Kühlschrank (2–8°C) gelagert werden.

  • Liquor sollte in diesem Fall bei Raumtemperatur aufbewahrt werden.

Stuhlröhrchen

  • Das Röhrchen mit einem Löffel am Deckel für Stuhlproben sollte maximal zur Hälfte gefüllt werden.

  • Eine haselnussgroße Menge (entsprechend der Menge von 3 Löffelchen) ist minimal erforderlich.

  • Falls neben dem Nachweis von Durchfallerregern auch Clostridium-difficile-Toxin oder Parasiten nachgewiesen oder eine molekularbiologische Untersuchung zum Nachweis enteropathogener E.-coli-Stämme erfolgen sollen, ist eine Mindestmenge von einem bis zur Hälfte gefüllten Stuhlröhrchen erforderlich .

  • Falls ein Transport ins Labor innerhalb von 2–4 h nicht möglich ist, sollten die Stuhlröhrchen bis zum Transport im Kühlschrank (2–8°C) gelagert werden.

Transportgefäße mit Spezialmedien

  • Für besonders anspruchsvolle, empfindliche Erreger, z. B. Mykoplasmen, Ureaplasmen, Gonokokken, Chlamydien, Anaerobier u. a., müssen Spezialmedien benutzt werden. Ein Transport ins Labor sollte unverzüglich erfolgen. Zusätzlich sollte ggf. vorab telefonisch Rücksprache gehalten werden.

Urineintauchnährböden (z. B. Uricult)

  • Bei der Verwendung von Eintauchnährböden, z. B. Uricult müssen die Nährmedien gleichmäßig und vollständig benetzt werden .

  • Die Bebrütungsdauer von 24 h und die maximal Transportdauer von 48 h sollte nicht überschritten werden.

  • Dieses Transportmedium sollte nur dann verwendet werden, wenn mit Verzögerungen >24 h beim Transport zu rechnen ist.

  • Eine zuverlässige Keimzahlbestimmung ist nicht möglich; häufig kommt es zu Zeitverlust in der Bearbeitung, da Subkultivierungen notwendig werden.

  • Die Urinbeschaffenheit kann ebenfalls nicht beurteilt werden.

  • Empfehlung: Einsendung von Nativurin als geeigneteres Material

  • Falls ein Transport ins Labor innerhalb von 2–4 h nicht möglich ist, sollten die Urinröhrchen bis zum Transport im Kühlschrank (2–8°C) gelagert werden.

16.4.3 Besonderheiten bei der Probengewinnung

Intraoperativ/invasiv entnommene Materialien

  • Um eine ausreichende Materialmenge für die mikrobiologische Untersuchung zu gewährleisten, ist die Entnahme von Punktaten oder Biopsien der Entnahme von Abstrichmaterialen (z. B. Gelenkpunktat statt intraoperativer Wundabstrich bei Kniegelenkempyem) unbedingt zu bevorzugen .

  • Die diagnostische Ausbeute bei der kulturellen Untersuchung von Abstrichmaterialien ist deutlich niedriger als bei der Verwendung von Biopsien oder Punktaten.

Dicker Tropfen

  • Einen Tropfen Nativblut auf einen Objektträger geben, mit der Ecke eines zweiten Objektträgers oder einem Zahnstocher gut verrühren und sternförmig ausbreiten.

  • Das Präparat nicht zu dick anfertigen; vielmehr sollte durch das Präparat Schrift lesbar sein.

Untersuchung auf Mykobakterien

  • Heparinblut kann zum Nachweis von Mykobakterien bei Verdacht auf Tuberkulose (Tab. 16.17) sowie bei Verdacht auf atypische Mykobakterien verwendet werden .

  • EDTA-Blut eignet sich nicht für den Nachweis von Mykobakterien und sollte nicht verwendet werden (Tab. 16.15).

Tab. 16.15

Tuberkulose-Untersuchungsmaterial

Material

Menge

Besonderheit

Transportmedium

Sputum (Morgensputum)

5–10 ml

3 Proben von verschiedenen Tagen

Steriles Röhrchen ohne Zusätze

Magensaft

30 ml

Steriles Röhrchen ohne Zusätze

Urin (erster Morgenurin)

50 ml

3 Proben von verschiedenen Tagen

Urinröhrchen

Stuhl

Haselnussgroße Menge

3 Proben von verschiedenen Tagen

Stuhlröhrchen

Gewebeproben

Kein Formalin oder andere Fixierungslösung verwenden

Steriles Röhrchen ohne Zusätze

Blut

2 ml

Für den kulturellen Nachweis von Mykobakterien kein EDTA-Röhrchen verwenden; nicht in Kulturflasche verimpfen

Heparinröhrchen

Liquor nativ

Mind. 3 ml

Nicht in Kulturflasche verimpfen

Steriles Röhrchen ohne Zusätze

16.4.4 Blutkulturen

  • Unter einer Blutkultur versteht man die mikrobiologisch-kulturelle Untersuchung eines durch Gefäßpunktion gewonnenen und in Kulturflaschen verimpften Blutvolumens.

  • Eine Blutkultur – oft auch als Blutkulturpärchen oder Blutkulturset bezeichnet – umfasst beim Erwachsenen die aerobe und die anaerobe Blutkulturflasche.

Entnahme und Beimpfung der Kulturflaschen

Es ist nicht sinnvoll, die Abnahme von Blutkulturen von einer bestimmten Fieberhöhe abhängig zu machen (Tab. 16.16).

Tab. 16.16

Anzahl der Blutkulturen

Verdachtsdiagnose/Klinische Symptomatik

Anzahl der BK (aerob/anaerob)

Akute Endokarditis

3 BK vor Beginn der antibiotischen Therapie

Fieber unklarer Genese und Neutropenie

2–3 BK vor Beginn der antibiotischen Therapie

Sepsis/septischer Schock

2–3 BK vor Beginn der antibiotischen Therapie

Subakute Endokarditis

3–4 BK in 24 h in mindestens 1-stündigem Abstand

Osteomyelitis

2–4 BK in 24 h

Spondylodiszitis

2–4 BK in 24 h

Fieber unklarer Genese ohne Neutropenie

2–4 BK in 24 h

  • Die Entnahme sollte im Fieberanstieg oder möglichst früh nach Auftreten von Fieber und/oder Schüttelfrost erfolgen .

  • Prinzipiell sollen Blutkulturen vor Beginn der antimikrobiellen Therapie abgenommen werden; bei bereits laufender Therapie am Ende des Dosierungsintervalls.

  • Die Entnahme weiterer Blutkulturen unter laufender antibiotischer Therapie ist unter bestimmten Voraussetzungen sinnvoll und geboten, z. B. bei Nachweis von Staphylococcus aureus oder bei Candida-Sepsis, unabhängig vom klinischen Ansprechen auf die Antibiotikatherapie, da die Therapiedauer hiervon beeinflusst wird.

  • Die Entnahme erfolgt beim Erwachsenen in der Regel durch Punktion einer peripheren Vene.

  • Die Entnahme von arteriellem Blut bringt auch bei Endokarditis und Fungämie keine Vorteile.

  • Bei Blutentnahme über einen liegenden intravaskulären Katheter oder ein Portsystem ist mit einer höheren Kontaminationsrate zu rechnen. Deshalb sollte sie nur ausnahmsweise vorgenommen werden, z. B. bei Verdacht auf eine Katheter-assoziierte Infektion. In diesem Fall sollte parallel peripher und zentral Blut entnommen werden. Diese Entnahmeart sollte auf dem Anforderungsschein vermerkt sein .

Blutvolumen und Beimpfung der Kulturflasche

  • Aktuellen Empfehlungen entsprechend sollten beim Erwachsenen in der Regel insgesamt 20 ml Blut entnommen und gleichmäßig (je 10 ml) auf eine aerobe und eine anaerobe Blutkulturflasche verteilt werden.

  • Vor der Beimpfung der Kulturflasche muss der Deckel entfernt und der Gummistopfen desinfiziert werden.

  • Die Blutkulturflaschen sollen bei der Beimpfung Raumtemperatur haben.

  • Die aerobe Flasche wird nicht belüftet.

„Differential time to positivity“ (DTP)

DTP = Positivitätszeit der peripheren Blutkultur minus Positivitätszeit der zentralen Blutkultur.

  • Bei Verdacht auf Katheterinfektion wird eine Blutkulturdiagnostik empfohlen . Hierbei sollten zur Bestimmung der „differential time to positivity“ peripher und über den Katheter entnommene Kulturen eingesandt werden.

  • Da die Keimlast in einer Blutkulturflasche mit der Zeit bis zur Positivität, d. h. bis zum Nachweis von Keimwachstum, korreliert, stellt diese Methode eine Weiterentwicklung der quantitativen Blutkultur dar.

  • Nach Entnahme einer peripheren und zentralen Blutkultur zum gleichen Zeitpunkt wird in einem automatischen Blutkulturgerät die Zeit bis zur Positivität gemessen.

  • Eine DTP ≥120 min kann eine ZVK-assoziierte Infektion anzeigen.

  • Trotz der Möglichkeit der DTP steht die klinische Einschätzung des Patienten im Vordergrund, d. h. im Zweifelsfall sollte bei Verdacht auf eine katheterassoziierte Infektion trotz negativer DTP der ensprechende Zugang gezogen oder entfernt werden.

16.4.5 Liquordiagnostik

  • Der Liquor wird ohne Zusätze in ein steriles Röhrchen gegeben .

  • Bei Veracht auf eitrige Meningitis sollte der Liquor telefonisch im Labor angekündigt und sofort der Transport veranlasst werden (ggf. mit Taxi) .

  • Die Untersuchung von Nativliquor ermöglicht (im Unterschied zur Verimpfung des Liquors in eine Blutkulturflasche) eine schnelle Diagnostik durch Untersuchung eines mikroskopischen Präparates, Durchführung eines Antigennachweises und einer molekularbiologischen Diagnostik.

  • Bei Transportverzögerung muss der Liquor bei Raumtemperatur gelagert werden. Außerdem sollte in diesen Fällen die zusätzliche Beimpfung einer Kulturflasche erfolgen, die möglichst bei 37°C gelagert werden sollte.

  • Auf eine ausreichende Liquormenge (Tab. 16.17) ist zu achten, damit neben mikroskopischen Präparaten, Kulturanlage und Antigentestung auch die Möglichkeit einer molekularbiologischen Untersuchung genutzt werden kann.

  • Bei Verdacht auf eine eitrige Meningitis sollten zusätzlich Blutkulturen entnommen werden .

  • Entnahme aus Ableitungssystemen : Bei Verdacht auf eine Ventrikulitis bei liegendem Ableitungssystem kann Liquor aus dem Drainagesystem entnommen werden. Vorab muss die Entnahmestelle ausreichend desinfiziert werden. Die Entnahmestelle sollte unbedingt auf dem Anforderungsschein vermerkt werden .

Tab. 16.17

Liquormaterial

Untersuchung

Benötigte Menge

Bakterien und Pilze (Präparat und Kultur)

1–2 ml

Mykobakterien

2–3 ml

Meningitis-PCR

300 µl

Tuberkulose-PCR

100 µl

Kryptokokkus-Antigen

100 µl

Geeignete Gesamtmenge mindestens

4–5 ml

16.4.6 Stuhl

  • Eine sinnvolle Untersuchungsanforderung bei ambulant erworbener Diarrhö ist der Nachweis von bakteriellen Erregern, wie Salmonellen, Shigellen, Yersinien, Campylobacter .

  • Bei antibiotischer Vorbehandlung oder nosokomial erworbener Diarrhö sollte primär eine Untersuchung auf Clostridium-difficile-Toxin erfolgen: Bei Auftreten von Durchfällen ab dem 4. Tag nach stationärer Aufnahme ist eine Untersuchung auf die üblichen Enteritiserreger (Salmonellen, Shigellen, Yersinien und Campylobacter) nicht sinnvoll, stattdessen wird entsprechend den aktuell gültigen mikrobiologischen Qualitätsstandards eine Untersuchung auf Clostridium difficile empfohlen .

16.4.7 Resistenztestung

(Tab. 16.18)
Tab. 16.18

Resistenztestung

Empfindlichkeit

Interpretation

S, sensibel, empfindlich

Therapieerfolg bei geeigneter Indikation und üblicher Dosierung zu erwarten

I, intermediär, mäßig empfindlich

Therapieerfolg nur eingeschränkt zu erwarten; abhängig von Dosierung, Infektionslokalisation u. a.

R, resistent, unempfindlich

Therapieerfolg nicht zu erwarten

Anmerkung: Bitte beachten Sie die spezifische Resistenztestung Ihres Labors und halten Sie ggf. Rücksprache.

16.5 Intraabdominelle Infektionen

  • M. Kochanek
  • G. Michels
  • C. Gutschow
  • D. Waldschmidt
  • H. Seifert

16.5.1 Gallenwege und Leber

(Tab. 16.19)
Tab. 16.19

Übersicht über intraabdominelle Infektionen

Erkrankung/Risikofaktoren

Diagnostik

Erreger

Therapie

Allergie/Unverträglichkeit

Cholezystitis/Cholangitis

Behandlung auf Normalstation

Sonographie, ERCP, Blutkulturen, ggf. intraoperativer Abstrich, Biopsie

E. coli, Klebsiella, Enterokokken, hämolysierende Streptokokken

seltener: Pseudomonas aeruginosa, Bacteroides, Clostridien

Ampicillin + Sulbactam 3 × (2+1) g i.v.

Sequenztherapie: Moxifloxacin 1 × 0,4 g p.o.

Ceftriaxon 1 × 2 g i.v. + Metronidazol 3 × 0,5 g i.v.

oder

Moxifloxacin 1 × 0,4 g i.v./p.o.

Cholezystitis/Cholangitis/chologene Sepsis a

Intensivpflichtigkeit

Sonographie, ERCP, Blutkulturen, ggf. intraoperativer Abstrich, Biopsie

s. oben, ggf. zusätzlich resistente Enterobakterien (Enterobacter, Serratia etc.), P. aeruginosa

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g i.v.

Tigecyclin : Initialdosis 1 × 100 mg i.v., dann 2 × 50 mg i.v. (Cave: keine Wirksamkeit gegen P. aeruginosa)

Leberabszessb (bakteriell )

Blutkulturen, ggf. Punktat, ggf. Intraoperativer Abstrich, Serologie (Echinokokken, Amöben), Stuhluntersuchung auf Amöben)

Enterobakterien, hämolysierende Streptokokken, Enterokokken, Anaerobier Bacteroides, Clostridien)

Ampicillin + Sulbactam 3 × (2+1) g i.v.

Moxifloxacin 1 × 0,4 g i.v.

Amöbenleberabszess

Sonographie, CT, Serologie

Entamoeba histolytica

Metronidazol 3 × 0,8 g i.v. oder 3 × 10–15 mg/KG über 10 Tage

anschließend: Paromomycin 15–25 mg/kg KG über 5 Tage

Rücksprache mit Mikrobiologie

Anmerkungen:

a Frühzeitiges chirurgisches Konsil (innerhalb 24 h) erforderlich.

b Ursachen unbedingt abklären und gezielt behandeln, falls Echinokokken und Amöben-Serologie negativ, innere oder äußere Drainage (Radiologie/Gastroenterologie, Chirurgie).

16.5.2 Spontanbakterielle Peritonitis

(Tab. 16.20)
Tab. 16.20

Spontanbakterielle Peritonitis (SBP)

Erkrankung/Risikofaktoren

Diagnostik

Erreger

Therapie

Allergie/Unverträglichkeit

Standardtherapie der spontanbakteriellen Peritonitis bei Leberzirrhose

Obligat: Diagnostische Punktion bei Aszites (Neutrophilie >250/µl oder Leukozyten >500/µl im Aszites spricht für SBP), Aszites- und Blutkultur

Obligat: Leukozytenzahlkontrolle im Aszites 48 h nach Therapiebeginn

Cave: Bei hoher Leukozytenzahl an Hohlorganperforation denken (→ CT-Abdomen dringend erforderlich)

E. coli

seltener: Enterokokken, hämolysierende Streptokokken, Staphylococcus aureus, Anaerobier (Cave: Darmperforation), P. aeruginosa

Ampicillin + Sulbactam 3 × (2+1) g i.v.

Humanalbumingabe: 1,5 g Albumin/kg KG in den ersten 6 h und 1 g/kg KG an Tag 3

Moxifloxacin 1 × 0,4 g i.v.

Therapieeskalation

Kein Abfall der Leukozytenzahl nach 48 h → erneute Aszites- und Blutkultur sowie bildgebende Verfahren

Ceftriaxon 1 × 2 g i.v.

plus

Metronidazol 3 × 0,5 g i.v

Tigecyclin: Initialdosis 1 × 100 mg i.v., dann 2 × 50 mg i.v.

Rezidivprophylaxe: bei Gesamtprotein <10 g/l im Aszites

Keine

Dauertherapie: Norfloxacin 2 × 0,4 g p.o.

oder

Ciprofloxacin 2 × 0,25 g p.o.

Dauertherapie: Cefuroxim-Axetil 2 × 0,5 g p.o.

16.5.3 Akute Pankreatitis

(Tab. 16.21)
Tab. 16.21

Akute Pankreatitis

Erkrankung/Risikofaktoren

Diagnostik

Erreger

Therapie

Allergie/Unverträglichkeit

Akute Pankreatitis: ohne Nekrosen im CT und ohne Infektionszeichen

CT-Abdomen (frühestens 72 h nach Symptombeginn), evtl. NMR, Labor (Amylase, Lipase, Bilirubin, CRP, Leukozyten)

Keine (sterile Pankreatitis)

Keine Antibiotika

Keine Antibiotika

Akute Pankreatitis: mit Infektionszeichen und Nekrosen im CT, zusätzlich Nachweis einer bakteriellen Infektion (z. B. Pneumonie, Abzess, Cholezystitis/Cholangitis)

Blutkulturen, Endosonographie und ggf. transgastrale Ableitung, ERCP

E. coli, Enterokokken, Bacteroides,

seltener andere: Enterobakterien, Salmonellen, P. aeruginosa, Clostridien

Meropenem 3 × 1 g i.v. für 2–3 Wochen

Tigecyclin : Initialdosis 1 × 100 mg i.v., dann 2 × 50 mg i.v. (Cave: keine Wirksamkeit gegen P. aeruginosa)

16.5.4 Divertikulitis

(Tab. 16.22)
Tab. 16.22

Akute Divertikulitis

Erkrankung/Risikofaktoren

Diagnostik

Erreger

Therapie

Allergie/Unverträglichkeit

Unkomplizierte Divertikulitis

Darmsonographie, CT mit rektaler Kontrastierung, ggf. Kolonkontrasteinlauf, keine Koloskopie!

E. coli, andere Enterobakterien, Enterokokken, Streptokokken, Bacteroides, Clostridien

Kurzfristig ballaststoffarme Kost

Moxifloxacin 1 × 0,4 g p.o./i.v. für 7–10 Tage

Ampicillin + Sulbactam 3 × (2+1) g i.v.

Divertikulitis mit Perforation

Darmsonographie, CT mit rektaler Kontrastierung, ggf. Kolonkontrasteinlauf, keine Koloskopie!

OP-Indikation prüfen.

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g/Tag i.v.

Tigecyclin: Initialdosis 1 × 100 mg i.v., dann 2 × 50 mg i.v.

Anmerkung:

Bei allen Patienten mit Divertikulitis ohne chirurgische Intervention nach 4–6 Wochen Koloskopie durchführen. Ernährung umstellen auf ballaststoffreiche Kost.

16.5.5 Akute Diarrhö oder Gastroenteritis (<2 Wochen klinische Symptomatik)

(Tab. 16.23)
Tab. 16.23

Akute Diarrhö oder Gastroenteritis (<2 Wochen klinische Symptomatik)

Erkrankung/Risikofaktoren

Diagnostik

Erreger

Therapie

Allergie/Unverträglichkeit

Wässrige Diarrhö ohne Fieber

Keine Stuhlkultur

Toxine von S. aureus oder Clostridium perfringens ; Salmonellen, Campylobacter, Yersinien, E. coli; bei Kindern häufig Rotaviren

Flüssigkeitssubstitution; in der Regel ambulante Therapie ausreichend

Wässrige Diarrhö mit Fieber, stationäre Aufnahme

Stuhlkultur , Leukozyten im Stuhl (Direktpräparat), Blutkulturen

Salmonellen, Campylobacter, Yersinien, E. coli;

bei Kindern häufig Rotaviren

Flüssigkeitssubstitution

Bei Leukozyten im Stuhl oder Alter >65 Jahren: Ciprofloxacin

2 × 0,5 g p.o.

Diarrhö mit Fieber, Schleim und Blut

Stuhlkultur, Blutkultur, ggf. Koloskopie

Enterohämorrhagische E. coli (EHEC) , Salmonellen, Shigellen, Campylobacter, Entamoeba histolytica

Flüssigkeitssubstitution

Ciprofloxacin 2 × 0,4 g i.v. oder/anschließend 2 × 0,5 g p.o.

Cotrimoxazol 2 × 160/800 mg i.v./p.o.

Therapie der Amöbenruhr

Kontroverse Diskussion: nach neuen Empfehlungen wird die Gabe eines Antibiotikums nicht empfohlen

Diarrhö bei Immunsuppression

Stuhlkultur, Blutkultur, baldige Koloskopie

Siehe oben, zusätzlich CMV, CIostridium difficile, Mycobacterium avium/intracellulare, Kryptosporidien, Mikrosporidien, Entamoeba histolytica, Strongyloides

Flüssigkeitssubstitution

Ciprofloxacin 2 × 0,4 g i.v. oder/anschließend 2 × 0,5 g p.o.

Cotrimoxazol 2 × 160/800 mg i.v./p.o.

Diarrhö nach Reise in die Tropen oder Entwicklungsland

Leukozyten im Stuhl, Stuhlkultur, Blutkultur, Malariaausschluss, baldige Sigmoidoskopie zum Nachweis von Amöben

E. coli (ETEC) , Salmonellen, Shigellen, Campylobacter, Lamblien, Amöben,

Cave: Durchfall kann auch Begleitsymptom einer Malaria sein

Flüssigkeitssubstitution

Ciprofloxacin 2 × 0,4 g i.v. oder/anschließend 2 × 0,5 g p.o.

Ggf. antiparasitäre Therapie

Cotrimoxazol 2 × 160/800 mg i.v./p.o.

Verdacht auf Pseudomembranöse Kolitis (nach antibiotischer Therapie auch nach längerer Latenz)

Toxinnachweis im Stuhl, Stuhlkultur, Sigmoidoskopie

Clostridium difficile

(häufigster Erreger der nosokomialen Diarrhö)

Flüssigkeitssubstitution

Metronidazol 4 × 0,25 g/Tag p.o. für 7–10 Tage

schwerere Fälle: Vancomycin 4 × 0,125 g/Tag p.o. für 10 Tage

Vancomycin 4 × 0,125 g/Tag p.o. für 10 Tage

Ggf. Fidaxomicin

Anmerkung: In allen Fällen einer Diarrhö (insbesondere bei Clostridium-difficile-assoziierter Diarrhö) ist auf die strikte Befolgung der entsprechenden im Hygieneplan des jeweiligen Klinikums niedergelegten Hygiene- und Isolationsmaßnahmen zu achten.

16.6 Harnwegsinfektionen

  • M. Kochanek

16.6.1 Allgemeines

  • Die Standard-Diagnostik bei Infektionen der Harnwege ist die Untersuchung von Mittelstrahlurin (MSU) auf Leukozyten („Sediment“) und gleichzeitig eine Urinkultur (Tab. 16.24). Eine Ausnahme gilt für die unkomplizierte Zystitis bei Frauen, wo eine empirische Therapie ohne Kultur gerechtfertigt sein kann.

  • Signifikante Bakteriurie: Keimzahl >105und Leukozytose >10/µl im Urin (gilt nur für die unkomplizierte Harnwegsinfektion [HWI]) (s. Anmerkung a in Tab. 16.24)

  • Bei Fieber sind wie bei allen anderen Infektionen zwei Blutkulturpaare (2 × aerob/anaerob) unerlässlich .

  • Mittelstrahlurin sollte sofort (<2 h) ins Labor transportiert oder bis zum Transport ins Labor gekühlt werden.

  • Sterile Pyurie: insbesondere bei antibiotischer Vorbehandlung, allergisch interstitieller Nephritis, Urotheltumoren, DD: sexuell übertragbare Krankheiten

  • Bei nosokomialer Infektion oder Antibiotikavortherapie besteht ein höheres Risiko für resistente Erreger

  • Katheterassoziierte HWI (Tab. 16.24; s. Anmerkung b): Wenn eine dauerhafte Katheterentfernung nicht möglich ist, sollte eine Urinkultur aus einem neu gelegten Blasenkatheter gewonnen werden.

  • Bei Harnwegsinfektionen von nierentransplantierten Patienten sollte grundsätzlich ein urologisches Konsil erfolgen.

Tab. 16.24

Harnwegsinfektionen

Risiko

Diagnostik

Erreger

Therapie

Allergie/Unverträglichkeit

Unkomplizierte Zystitisa (bei Frauen)

Klassische Symptomatik und Anamnese, Urinteststreifen

E. coli, Staph. saprophyticus, Klebsiella spp., Proteus spp., Enterokokken

Cotrimoxazol 2 × 160/800 mg/Tag p.o. für 3 Tage

Ciprofloxacin 2 × 500 mg/Tag p.o. für 3 Tage

Komplizierte Harnwegsinfektion a

Standard (s. oben), rektale Untersuchung (Prostatitis?), bei Fieber Blutkulturen

E. coli, Klebsiella spp., Serratia spp., Pseudomonas aeruginosa, Enterokokken

Ceftriaxon 2 g/Tag i.v. für 10–14 Tage

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g i.v.

Pyelonephritis unkompliziert

Standard (s. oben), Nierensonographie zum Ausschluss Harnstau, Blutkulturen

E. coli, Klebsiella spp., Staph. saprophyticus, Enterokokken

Ceftriaxon 2 g/Tag i.v. für 10–14 Tagec

Ciprofloxacin 2 × 500 mg p.o./i.v.c

Pyelonephritis kompliziert d

Standard (s. oben), Nierensonographie zum Ausschluss Harnstau, Blutkulturen

E. coli, Citrobacter spp., Enterobacter spp., Pseudomonas aeruginosa, Enterokokken, S. aureus

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g/Tag i.v. für 10–14 Tage

Meropenem 3 × 1 g i.v.

Urosepsis → Intensivpflichtig

Standard (s. oben), Blutkulturen, Nierensonographie zum Ausschluss Harnstau und Fokussuche, ggf. CT-Abdomen

E. coli, Klebsiella spp., weitere Enterobakterien, Enterokokken, P. aeruginosa

Piperacillin + Tazobactam 3 × (4+0,5) g/Tag i.v.

Meropenem 3 × 1 g i.v.

Pyelonephritis in der Schwangerschaft

Standard (s. oben), Blutkulturen, gynäkologisches Konsil

E. coli, Klebsiella spp., Enterobacter, Proteus spp.

Ceftriaxon 2 g/Tag i.v. für 10–14 Tage

Meropenem 3 × 1 g i.v.

Asymptomatische Bakteriurie bei Schwangeren

Standard (s. oben), ggf. gynäkologisches Konsil

E. coli, Klebsiella spp., Enterokokken, Staph. saprophyticus

Amoxicillin 3 × 500 mg/Tag p.o. für 3–7 Tage

Cefuroxim 2 × 500 mg/Tag p.o.

Akute Prostatitis e

Standard (s. oben), rektale Untersuchung ohne Massage, Blutkultur bei Fieber

E. coli, Enterokokken, Proteus spp., Chlamydien, Gonokokken

Ciprofloxacin 2 × 500 mg p.o. für 2 Wochen

Cotrimoxazol 2 × 960 mg plus Doxycyclin 2 × 100 mg für 2 Wochen

Chronische Prostatitis f

Standard (s. oben), urologisches Konsil

Bakterielle Ätiologie unsicher

Ciprofloxacin 2 × 500 mg p.o. für 4 Wocheng

Cotrimoxazol 2 × 960 mg für 4 Wocheng

Anmerkungen:

a Definition Komplizierte Harnwegsinfektion: männliches Geschlecht, Fieber, verzögertes klinisches Ansprechen >48 h, Rekurrenz <1 Monat nach adäquater Therapie, Abflussbehinderung, kürzlich urologischer Eingriff (Schleimhautverletzung). Beim Mann häufig gleichzeitig Prostatitis (d. h. längere Therapie notwendig).

b Bakteriurie in Abhängigkeit von der Verweildauer des Katheters bis zu 90 % (Kolonisierung). Nur therapiebedürftig, falls gleichzeitig Infektionszeichen vorhanden sind. Katheterentfernung, wann immer möglich, empfohlen.

c Cephalosporine und Ciprofloxacin sind nicht wirksam bei Infektionen durch Enterokokken.

d Definition Komplizierte Pyelonephritis: emphysematös, intra- oder perirenaler Abszess, Papillennekrose, verzögertes klinisches Ansprechen >48 h. Positive Blutkultur ist kein komplizierender Faktor, wenn Symptome prompt ansprechen. RF: Diabetiker, Steine oder andere Abflussbehinderung, Fremdkörper, Schwangerschaft

e β-Lactam-Antibiotika penetrieren nicht in die Prostata. Cave: Ciprofloxacin-Resistenz von E. coli (derzeit ca. 30 %).

f Die chronische Prostatitis ist eine häufige Erkrankung und geht oft mit chronischen Schmerzen im kleinen Becken einher. Der Stellenwert der antimikrobiellen Therapie ist nicht gesichert.

g Die Dauer der Therapie ist nicht gut evaluiert, ggf. ist auch eine deutlich längere Behandlung als 4 Wochen notwendig.

16.7 Perioperative bzw. periinterventionelle Prophylaxe

  • M. Kochanek
  • H. Seifert

16.7.1 Prinzip

  • Die perioperative Prophylaxe dient der Prophylaxe von postoperativen (Wund)-Infektionen im Operations-/Interventionsgebiet .

  • Die perioperative Prophylaxe richtet sich daher primär gegen Staphylococcus aureus .

  • Entscheidend für die Wirksamkeit der perioperativen/periinterventionellen Prophylaxe ist es, einen ausreichenden Antibiotikagewebsspiegel während der gesamten Operation/Intervention zu gewährleisten.

  • Die Antibiotikagabe sollte im Rahmen der perioperativen Prophylaxe während der Narkoseeinleitung (30 min vor „Schnitt“) veranlasst werden, entsprechend im Rahmen der periinterventionellen Prophylaxe 30–60 min vor Intervention.

  • In der Regel handelt es sich um eine einmalige Applikation („single shot“), die Antibiotikagabe wird bei einer länger andauernden Operation/Intervention (>3 h) nach der Erstgabe wiederholt.

Bei Patienten mit bekannter MRSA-Besiedlung sollte Vancomycin (1 g in einer Kurzinfusion über 60 min, Wiederholung erst bei >6 h Operationsdauer erforderlich) anstatt Cefazolin verwendet werden . Die Behandlung sollte 2 h vor Operationsbeginn begonnen werden.

16.7.2 Risikofaktoren

  • Saubere (aseptische) Eingriffe: z. B. primär sterile Eingriffe, keine Eröffnung eines kontaminierten Hohlraumsystems (Respirations-, Gastrointestinal- und Urogenitaltrakt), aseptisches Operationsgebiet, atraumatische Operationstechnik, Verschluss der Wunde durch Primärnaht.

  • Sauber-kontaminierte Eingriffe (bedingt aseptisch): z. B. Eingriffe mit Eröffnung des Gastrointestinal-, Respirations- und Urogenitaltrakts ohne signifikante Kontamination, Wundverschluss ohne Drainage.

  • Kontaminierte Eingriffe: z. B. Eröffnung des infizierten Respirations- oder Urogenitaltrakts, Darmeröffnung, traumatische Wunden.

  • Verschmutzte (infizierte) Eingriffe: z. B. Eingriffe mit akuten bakteriellen Infektionen, traumatische Wunden mit devitalisiertem Gewebe, purulente Entzündung im Operationsgebiet, Fremdkörperentfernungen, Eröffnung von Abszessen, Eingriffe nach Darmperforation, nach verspäteter Behandlung (älter als 4 h), Wundverschluss mit anschließender Drainage.

Nosocomial Infections Surveillance Index (NNIS-Index)

  • Die Operation hat länger gedauert als 75% der Operationen dieser Indikatoroperation.

  • Die Wunde ist kontaminiert oder schmutzig.

  • Der ASA-Score des Patienten ist > 2.

Die Halbwertszeiten ausgewählter Antibiotika zeigt Tab. 16.25. Weiterführende Literatur s. Arbeitskreis „Krankenhaus- und Praxishygiene“ der AWMF (2012; http://www.awmf.org/uploads/tx_szleitlinien/029-022l_S1_Perioperative_Antibiotikaprophylaxe_2012-02.pdf).
Tab. 16.25

Halbwertszeiten ausgewählter Antibiotika. (Aus Arbeitskreis „Krankenhaus- und Praxishygiene“ der AWMF 2012)

Antibiotikum

Halbwertszeit

Ampicillin

60 min

Ampicillin-Sulbactam

60 min

Amoxicillin

60 min

Amoxicillin-Clavulansäure

60 min

Cefazolin

94 min

Cefotaxim

60 min

Cefotiam

45 min

Ceftriaxon

7-8 h

Cefuroxim

70 min

Ciprofloxacin

3–5 h

Clindamycin

2,5 h

Gentamicin

1,5–2 h

Imipenem

60 min

Levofloxacin

7–8 h

Meropenem

60 min

Metronidazol

7 h

Piperacillin

60 min

Piperacillin-Tazobactam

45 min

Tobramycin

1,5–2 h

Vancomycin

6 h

16.8 Malaria

  • M. Kochanek
  • J. Rybniker
  • G. Fätkenheuer
Die komplizierte bzw. schwere Verlaufsform der Malaria tropica und Knowlesi Malaria (Tab. 16.26, Abb. 16.3; http://www.dtg.org/) liegt bei folgenden Bedingungen vor:
  • Bewusstseinseintrübung, zerebraler Krampfanfall

  • Respiratorische Insuffizienz, unregelmäßige Atmung, Hypoxie

  • Hypoglykämie (BZ <40 mg/dl)

  • Schocksymptomatik (RRsys <90 mm Hg oder RRmittel <70 mm Hg trotz Volumentherapie)

  • Spontanblutungen

  • Azidose oder Laktaterhöhung (Bikarbonat <15 mmol/l, Laktat >5 mmol/l), Hyperkaliämie (>5,5 mmol/l)

  • Schwere Anämie (Hb <6 g/dl)

  • Niereninsuffizienz (Ausscheidung <400 ml/24 h und/oder Kreatinin >2,5 mg/dl bzw. im Verlauf rasch ansteigende Kreatinin- oder Cystatin-C-Werte)

  • Hämoglobinurie (ohne bekannten G6PD-Mangel)

  • Hyperparasitämie (≥5 % der Erythrozyten von Plasmodien befallen)

Abb. 16.3

Malariagebiete. Cave: Malariarisiko und Medikation können sich von Jahr zu Jahr ändern, jeweils aktuelle Karte beachten. (Mit freundlicher Genehmigung der Deutschen Gesellschaft für Tropenmedizin und Internationale Gesundheit e. V. DTG, http://www.dtg.org/)

Tab. 16.26

Management der Malaria (http://www.dtg.org/)

Erkrankung (Erreger)

Diagnostik

Besonderheiten

Therapie

Allergie/Unverträglichkeit

Malaria tertiana

(P. vivax, P. ovale)

Malaria quartana

(P. malariae)

Blutausstricha

Antigen-Schnelltest

Antikörperbestimmung hat keinen Stellenwert!

Häufig Chloroquinresistenz bei P. vivax in Indonesien/Pazifik; Empfehlung: Mefloquin (s. Malaria tropica)

Initial 600 mg Chloroquin bzw. Base (= 4 Tbl. Resochin), dann nach 6, 24 und 48 h jeweils 300 mg (2 Tbl.) Resochin)

Nach Abschluss der Initialtherapie: Primaquin b 15 mg (1 Tbl.) pro Tag über 14 Tage (Import aus Ausland) zur Vermeidung von Rezidiven

Mefloquin (Lariam, 1 Tbl. enthält 250 mg Mefloquin)

3–2-1-Schema: Initial 750 mg, 6 h nach Therapiebeginn 500 mg, 12 h nach Therapiebeginn: 250 mg

Malaria tropica, unkompliziert (P. falciparum)

Blutausstricha

Antigen-Schnelltest

Antikörperbestimmung hat keinen Stellenwert!

Cave: Mefloquin-Resistenz in Südostasien (Thailand, Kambodscha, Laos, Vietnam, Myanmar)

Immer stationäre Behandlung!

Behandlung mit

Atovaquon/Proguanil

bei Erwachsenen

Atovaquon 1000 mg/tgl.

1 × tgl. über 3 Tage +Proguanil

400 mg/Tag 1 × tgl. über 3 Tage

Artemeter/Lumefantrinc (Riamet, 1 Tbl. enthält 20 mg Artemether und 120 mg Lumefantrin)

Initial 4 Tbl., nach 8, 24, 36, 48 und 60 h jeweils 4 weitere Tbl.c

Malaria tropica, kompliziertd, e (P. falciparum)

Blutausstrich

Antigen-Schnelltest

Intensivmedizinische Behandlung erforderlich c

Konsultation aktueller Leitlinien dringend empfohlen:

http://www.awmf.org/uploads/tx_szleitlinien/042-001l_S1_Malaria_Diagnostik_Therapie_2015-10.pdf

Artesunat:

2,4 mg/kg KG als Bolus über etwa 5 min jeweils bei Aufnahme, nach 12, 24, 48 und 72 h

Anschließend: (4 h nach der letzten Artesunat-i.v.-Dosis) Fortführung der Therapie mit Atovaquon/Proguanil in üblicher Dosierung

Chinin:

(1) „loading dose“ 20 mg Chinindihydrochlorid/kg KG (entsprechend 16,4 mg Chinin-Base/kg KG) über 4 h per infusionem (Infusionsrate maximal 5 mg/kg KG/h).

Keine „loading dose“ nach Mefloquin-Gabe während der vorausgehenden 2 Wochen.

Nach einer 4-stündigen Pause gefolgt von

(2) Erhaltungsdosis: 8-stündlich 10 mg Chinindihydrochlorid/kg KG (entsprechend 8-stündlich 8,2 mg Chinin-Base/kg KG) über jeweils 4 h per infusionem bis zum Umsetzen auf eine orale Abschlusstherapie in Kombination mit Doxycyclin bzw.Clindamycin

Infektion mit P. knowlesi

In der Mikroskopie wie P. malariae, bei Verdacht molekularbiologische Diagnostik

Seltener Erreger, ausschließlich in Südostasien.

Cave: komplizierte Verläufe möglich

s. oben komplizierte Malaria tropica

Anmerkungen:

a Bei Verdacht auf Malaria EDTA-Blut ins Labor für Blutausstriche . Bei negativem Befund und weiter bestehendem Verdacht Untersuchung nach 24 h wiederholen. Bei begründetem Verdacht auf Malaria und entsprechender Klinik sollte der Patient in ein Krankenhaus mit Maximalversorgung/Spezialklinik verlegt werden.

b Nur bei Malaria tertiana. Cave: G6PD-Mangel (vorher ausschließen, Hämolysegefahr).

c Kriterien für Ansprechen: klinische Besserung, Normalisierungstendenz von Thrombozyten- und LDH-Werten, Reduktion der asexuellen Parasiten im Blutausstrich nach spätestens 48 h (ansonsten Verdacht auf das Vorliegen einer Resistenz! Kurz nach Therapiebeginn Anstieg der Parasitenzahl aber möglich).

d Definition der komplizierten Malaria: Bewusstseinstrübung, Hb <5 g/dl, akutes Nierenversagen, Lungenödem/ARDS, Glukose <40 mg/dl, Schock, Spontanblutungen, DIC, Krampfanfälle, pH <7,25, Bikarbonat <15 mmol/l, Makrohämaturie.

e Von entscheidender Bedeutung bei komplizierter Malaria tropica sind die supportiven Maßnahmen, s. Leitlinien http://www.awmf.org/uploads/tx_szleitlinien/042-001l_S1_Malaria_Diagnostik_Therapie_2015-10.pdf. Engmaschige Überwachung des Therapieansprechens!

f Bei Nierenversagen (Clearance <10 ml/min) und bei Dialyse „loading dose“ geben, dann Erhaltungsdosis um 30–50 % reduzieren; bei Multiorganversagen >3 Tage Dosis um 30–50 % reduzieren. Wichtige Nebenwirkungen von Chinin: hyperinsulinämische Hypoglykämie, Hör- und Sehstörungen, Herzrhythmusstörungen (Monitor!)

16.9 Weichgewebsinfektionen

  • M. Kochanek
  • E. Skouras
  • G. Fätkenheuer
(Tab. 16.27)
Tab. 16.27

Management von Weichgewebsinfektionen

Diagnose/Risiko

Diagnostik

Erreger

Therapie

Allergie/Unverträglichkeit

Erysipel

Ggf. Abstrich

Ggf. Blutkultur

Streptococcus pyogenes (gelegentlich auch S. aureus)

Ampicillin+Sulbactam 3 × (2+1) g/Tag i.v.

Kühlen und Ruhigstellen

Clindamycin 3 × 0,6 g/Tag i.v./p.o.,

oder

Moxifloxacin 0,4 g/Tag i.v./p.o.

Mittelschwere Infektionen:

Abszess, Phlegmone, Bursitis etc.

Abstrich, Gewebeprobe, Blutkulturen

Streptococcus pyogenes, S. aureus oder MRSA

Ampicillin+Sulbactam 3 × (2+1) g/Tag i.v.

Clindamycin 3 × 0,6 g/Tag i.v./p.o.,

oder

Moxifloxacin 0,4 g/Tag i.v./p.o.

Schwere Infektion: Fasziitis, Gasbrand, Fournier-Gangrän

Abstrich, Gewebe für Mikrobiologie Histologie

2 × 2 Blutkulturen

Polymikrobielle Infektion mit Streptokokken, S. aureus, Anaerobiern, Pseudomonas

Piperacillin+Tazobactam 3 × (4+0,5) g/Tag i.v. + Clindamycin 3 × 0,6 g/Tag i.v. + Gentamycin 1 × 5 mg/kg KG/Tag i.v.

Primär chirurgische Therapie (radikales Débridement und Excision im Gesunden)

Meropenem 3 × 1 g/Tag i.v. + Clindamycin 3 × 0,6 g/Tag i.v.

Gasbrand

Abstrich, klinisches Bild

Clostridium perfringensa

Penicillin G 6 × 5 Mio. E/Tag i.v. + Clindamycin 3 × 0,6 g/Tag i.v.

Primär chirurgische Therapie!

Ceftriaxon 2 × 2 g i.v. + Clindamycin 3 × 0,6 g/Tag i.v.

Postoperative Wundinfektion

Abstrich, Wundsekret

S. aureus, Streptokokken, Enterokokken, Enterobakterien, Anaerobier, ggf. Mischinfektion

Ampicillin+Sulbactam 3 × (3+1) g/Tag i.v.

später Sultamicillin p.o. 3 × 0,75 g

Chirurgische Revision

Clindamycin 3 × 0,6 g/Tag i.v./p.o.

oder

Moxifloxacin 0,4 g/Tag i.v./p.o.

Diabetischer Fuß (Ulkus mit Weichgewebsinfektion)

Wundabstrich, Biopsie

Polymikrobielle Infektionen

Ampicillin+Sulbactam 3 × (3+1) g/Tag i.v.

Moxifloxacin 0,4 g i.v./p.o.

a Viel häufiger sind gasbildene Infektionen mit E. coli. Therapieempfehlung hier nur für C. perfringens!

16.10 Pilzinfektionen (invasive Mykosen)

  • M. Kochanek
  • M. J. G. T. Vehreschild
  • O. A. Cornely

16.10.1 Allgemeines

  • Über 95 % aller invasiven Mykosen werden durch Aspergillus spp., Candida spp. und Pneumocystis jirovecii verursacht und treten fast ausschließlich als opportunistische Infektionen des immunsupprimierten Patienten auf .

  • Die zeitnahe Diagnose und Behandlung einer invasiven Pilzinfektion üben einen entscheidenden Einfluss auf die Prognose immunsupprimierter Patienten aus, sodass der zügige Therapiebeginn nach Diagnosestellung stets im Vordergrund stehen sollte.

  • Falls möglich, sollte vor Therapiebeginn (sonst nach der 1. Dosis) Rücksprache mit einem Infektiologen erfolgen (Tab. 16.28, Tab. 16.29, Tab. 16.30, Tab. 16.31) .

Tab. 16.28

Invasive Aspergillose

Risikofaktoren

Diagnostik

Therapie

Unverträglichkeit/Allergie

Immunsuppression

Akute Leukämie

Myelodysplastisches Syndrom

Exposition gegenüber Aspergillus spp.

Chronisches Leberversagen

u. v. a.

Histologie

Schnittbildgebung der betroffenen Region

Galactomannan-Nachweis im Seruma

Glucan-Nachweis im Serum oder Plasma b

Voriconazol Tag 1: 2 × 6 mg/kg KG i.v., dann weiter mit 2 × 4 mg/kg KG i.v.

oder

Liposomales Amphotericin B 3 mg/kg KG/Tag i.v.

Caspofungin Tag 1: 70 mg i.v., dann weiter mit 50 mg/Tag i.v.

oder

Micafungin 1 × 100 mg/Tag i.v.

Anmerkungen:

a Galactomannan stammt aus der Zellwand von Aspergillus spp. Der Nachweis aus dem Serum ist hochspezifisch. Sein Nachweis aus anderen Materialien, z. B. BAL, Sputum, Liquor, bedarf einer vorsichtigen Interpretation im klinischen Gesamtkontext.

b Der Nachweis von Glucan ist nicht erregerspezifisch.

Tab. 16.29

Invasive Candidiasis und Candidämie

Risikofaktoren/Klinische Situation

Diagnostik

Therapie

Unverträglichkeit/Allergie

(Abdominal-)Chirurgie

Intensivaufenthalt

Multifokale Kolonisation

Total parenterale Ernährung

Schwere Sepsis

Nierenersatzverfahren

Alter >65 Jahre

u. v. a.

Blutkulturen (2 × 2), ggf. wiederholt

Biopsie bei nachgewiesener Organbeteiligung

Ophthalmoskopie zum Ausschluss einer Endophthalmitis

Caspofungin Tag 1: 70 mg i.v., dann weiter mit 50 mg/Tag i.v.

oder

Liposomales Amphotericin B 3 mg/kg KG/Tag i.v.

Keine Neutropenie:

Anidulafungin Tag 1: 200 mg/Tag i.v., dann weiter mit 100 mg/Tag i.v.a

Alternative bei C. albicans:

Fluconazol Tag 1 800 mg, dann weiter mit 400 mg/Tagb

Voriconazol Tag 1: 2 × 6 mg/kg KG i.v., dann weiter mit 2 × 3 mg/kg KG i.v.

oder

Micafungin 1 × 100 mg i.v.

Wechsel auf orale Medikation

10 Tage i.v.-Therapie erfolgt

plus

C. albicans oder Nachweis von in der Sensitivitätstestung Fluconazol-sensiblen Candida spp.

plus

Patient klinisch stabil und entfiebert

Fluconazol Tag 1 800 mg, dann weiter mit 400 mg/Tagc

Anmerkungen:

a Die Wahl des Antimykotikums sollte die Candida spp. berücksichtigen, die den Patienten kolonisieren.

b Nicht bei Patienten mit Neutropenie, da keine ausreichenden Erfahrungen vorliegen.

c Bei Candida albicans meist wirksam. Unwirksam bei Candida krusei. Häufig unwirksam bei Candida glabrata.

Tab. 16.30

Invasive Zygomykose

Risikofaktoren

Diagnostik

Therapie

Unverträglichkeit/Allergie

Myelodysplastisches Syndrom

Unzureichend eingestellter Diabetes mellitus Typ 2

Eisenüberladung

Allogene Stammzell- oder Organtransplantation

i.v.-Drogenabusus

Biopsie

Liposomales Amphotericin B 5 mg/kg KG/Tag i.v.

Posaconazol 4 × 200 mg/Tag p.o.

Ein chirurgisches Débridement sollte angestrebt werden.

Tab. 16.31

Kryptokokkose

Risikofaktoren

Diagnostik

Therapie

Unverträglichkeit/Allergie

Immunsuppression durch:

„Acquired immunodeficiency syndrome“ (Aids)

Langzeitbehandlung mit Kortikosteroiden

Organtransplantation

Onkologische Erkrankung

Sarkoidose

u. v. a.

Kultureller oder Direktnachweis im Liquor oder Blut

Antigennachweis im Liquor und Serum

Liposomales Amphotericin B 3 mg/kg KG/Tag i.v. +

5-Flucytosin 3 × 50 mg/kg KG

Liposomales Amphotericin B 3 mg/kg KG/Tag i.v.

oder

Fluconazol 400–800 mg/Tag i.v.

a Empfehlung von Amphotericin B Desoxycholat aufgrund der Studienlage. Liposomales Amphotericin B ist wahrscheinlich genauso gut wirksam.

16.11 Antibiotika

  • M. Kochanek
  • J. J. Vehreschild
  • G. Fätkenheuer
(Tab. 16.32, Tab. 16.33, Tab. 16.34, Tab. 16.35, Tab. 16.36, Tab. 16.37, Tab. 16.38, Tab. 16.39, Tab. 16.40, Tab. 16.41, Tab. 16.42, Tab. 16.43, Tab. 16.44, Tab. 16.45)
Tab. 16.32

Amoxicillin (Aminopenicillin)

Handelsname(n)

Amoxypen (oder Generikum)

Darreichungsform

p.o.; Tbl: 1 g; Trockensaft: 250 mg/5 ml

Standarddosis, Erwachsene

3 × 1 g p.o.

Relevante Nebenwirkungen

Allergien, ansonsten wie Penicillin G

Schwangerschaft

FDA-Kategorie B

Kommentar

Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.33

Amoxicillin plus Clavulansäure (Aminopenicillin mit β-Lactamase-Hemmstoff)

Handelsname(n)

Amoclav (Generikum)

Darreichungsform

p.o.; Tbl.: 500 mg, 125 mg; Trockensaft 400 mg/ml

Standarddosis, Erwachsene

3 × 500–1000 mg tgl. p.o.

Relevante Nebenwirkungen

Hepatotoxizität, ansonsten s. Amoxicillin

Schwangerschaft

FDA-Kategorie B

Kommentar

Erweiterte Wirksamkeit bei β-Lactamase-bildenden Erregern; Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.34

Ceftazidim (Cephalosporin der Generation 3b)

Handelsname(n)

Fortum, Ceftazidim (Generikum)

Darreichungsform

i.v.; Durchstechflasche: 0,5 g; 1,0 g; 2,0 g. Tr.-Subst. zur Herstellung von Injektions- oder Infusions-Lsg.

Standarddosis, Erwachsene

3 × 2 g

Bei Mukoviszidose: 3 × 4 g

Relevante Nebenwirkungen

Allergien, Blutungsneigung, Sludge-Bildung in der Gallenblase

Schwangerschaft

FDA-Kategorie B

Kommentar

Gute Pseudomonas-Wirksamkeit, schlechtere Wirksamkeit im grampositiven Bereich als Ceftriaxon/Cefotaxim; Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.35

Ceftriaxon (Cephalosporin der 3. Generation)

Handelsname(n)

Rocephin, Ceftriaxon (Generikum)

Darreichungsform

i.v./i.m.: Trockensubstanz 500 mg, 1 g, 2 g

Standarddosis, Erwachsene

i.v.: 1 × 1–2 g; Meningitis plus schwere Infektion: 2 × 2 g

i.m.: 1 × 250 mg (einfache Urethritis)

Dosierung, Kinder

i.v. 50–150 mg/kg KG 1 ED

Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Erwachsene: keine

Kinder: GFR <10 ml/min 80 %1 ED

Relevante Nebenwirkungen

Venenreizung, Blutungsneigung, Leberenzymanstieg, allergische Reaktionen

Schwangerschaft

FDA-Kategorie B

Kommentar

Cave: keine kalziumhaltigen Infusionslösungen, da Risiko der Ausfällung (Sludge-Bildung); unwirksam gegen P. aeruginosa

Tab. 16.36

Ciprofloxacin (Gyrasehemmer der Gruppe 2)

Handelsname(n)

Ciprobay und Generikum

Darreichungsform

i.v.; Inf.-Lsg.: 100 mg/50 ml, 200 mg/100 ml, 400 mg/200 ml

p.o.; Tbl.: Ciprofloxacin 750 mg, 500 mg, 250 mg

Standarddosis, Erwachsene

In Abhängigkeit von der Indikation

Relevante Nebenwirkungen

(Photosensitivität), Neurotoxizität, gastrointestinale Störungen

Schwangerschaft

FDA-Kategorie C

Kommentar

Cave: Zunehmende Resistenzentwicklung gegenüber allen Chinolonen bei E. coli (20–40 %) und anderen Enterobakterien. Kein Standardmedikament bei ambulant erworbener Pneumonie (schlechte Wirksamkeit gegen Pneumokokken); Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.37

Clarithromycin

Handelsname(n)

Klacid, Generikum

Darreichungsform

i.v.; Durchstechflasche: 500 mg Tr.-Subst. zur Herstellung von Injektions- oder Infusions-Lsg. p.o.; Tbl.: 250 mg

Standarddosis, Erwachsene

2 × 250–500 mg

Mycobacterium avium, Helicobacter pylori Eradikation: 2 × 500 mg

Relevante Nebenwirkungen

Gastrointestinale Störungen, QT-Zeit-Verlängerung

Schwangerschaft

FDA-Kategorie C

Kommentar

Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.38

Daptomycin (Lipopeptid)

Handelsname(n)

Cubicin

Darreichungsform

i.v.: Trockensubstanz 350 mg, 500 mg

Standarddosis, Erwachsene

Haut- und Weichgewebeinfektion: 1 × 4 mg/kg KG

Bakteriämie, Endokarditis: 1 × 6 mg/kg KG (Infusion über mindestens 30 min)

Dosierung, Kinder

Sicherheit bei Patienten <18 Jahre nicht evaluiert

Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

GFR [ml/min]

>50

10–50

<10

Int. HD

Kon. HD

1 × 100 %

1 × 100 %/2 Tage

1 × 200 %/2 Tage

Relevante Nebenwirkungen

Pilzinfektionen, Kopfschmerzen, Leberenzymanstieg, Magen-Darm-Beschwerden, Exanthem, Reaktion an der Infusionsstelle

Schwangerschaft

FDA-Kategorie B

Kommentar

Wirksam nur gegen grampositive Erreger, Alternative zu Vancomycin, Mittel der Wahl bei Bakteriämie und Endokarditis durch MRSA

Tab. 16.39

Meropenem (Carbapenem)

Handelsname(n)

Meronem

Darreichungsform

i.v.; Durchstechflasche: 500 mg, 1000 mg Tr.-Subst. zur Herstellung von Injektions- oder Infusions-Lsg.

Standarddosis, Erwachsene

3 × 1 g i.v.

Bei Mukoviszidose 80–120 mg/kg KG i.v. 3 ED (max. 3 × 2 g)

Relevante Nebenwirkungen

Allergie, Blutungsneigung, Neurotoxizität, keine Krampfanfälle

Schwangerschaft

FDA-Kategorie B

Kommentar

Weitgehend identisches Wirkungs- und Nebenwirkungsprofil wie Imipenem; wegen besserer Wirksamkeit gegen Pseudomonas aeruginosa . Mittel der Wahl bei schweren Infektionen mit diesem Erreger (Mukoviszidose). Reserveantibiotikum für schwerste lebensbedrohliche Infektionen; Einsatz außerhalb von Intensivstationen nur in speziellen Situationen; Cave: Selektion von Stenotrophomonas maltophilia; Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.40

Metronidazol (Nitroimidazol)

Handelsname(n)

Clont, Metronidazol

Darreichungsform

i.v.; Infusionsflasche: 500 mg/100 ml

p.o.; Tbl.: 400 mg

Standarddosis, Erwachsene

3 × 400 mg p.o

3 × 500 mg i.v.

Relevante Nebenwirkungen

Gastrointestinale Störungen, periphere Neuropathie

Schwangerschaft

FDA-Kategorie B

Kommentar

Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.41

Moxifloxacin (Gyrasehemmer der Gruppe 4)

Handelsname(n)

Avalox

Darreichungsform

i.v.; Infusionsflasche: 400 mg/250 ml

p.o.; Tbl.: 400 mg

Standarddosis, Erwachsene

1 × 400 mg p.o. oder i.v.

Relevante Nebenwirkungen

Herzrhythmusstörungen (QTc-Verlängerung!), Exanthem, gastrointestinale Störungen, Hepatotoxizität, Neurotoxizität, Sehnenreizung.

Schwangerschaft

FDA-Kategorie C

Kommentar

Bei i.v.-Applikation: Infusion über mindestens 60 min; Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.42

Piperacillin/Tazobactam (Ureidopenicillin + β-Laktamase-Hemmstoff)

Handelsname(n)

Tazobac

Darreichungsform

i.v.; Durchstechflasche: 4,5 g Tr.-Subst. zur Herstellung von Injektions- oder Infusions-Lsg.

Standarddosis, Erwachsene

3 × (4+0,5) g i.v.

Relevante Nebenwirkungen

Allergie, Krampfanfälle, Herxheimer-Reaktion

Schwangerschaft

FDA-Kategorie B

Tab. 16.43

Teicoplanin (Glykopeptid)

Handelsname(n)

Targocid

Darreichungsform

i.v.; Durchstechflasche: 100 mg, 200 mg, 400 mg Tr.-Subst. zur Herstellung von Injektions- oder Infusions-Lsg.

Standarddosis, Erwachsene

2 × 400 mg am 1. Tag, dann 1 × 400 mg

Relevante Nebenwirkungen

Allergie, Ototoxizität, Blutbildveränderungen

Schwangerschaft

Nicht empfohlen

Kommentar

Weitgehend identisches Wirkungsprofil wie Vancomycin, Vorteile gegenüber Vancomycin sind nicht belegt, teurer als Vancomycin; Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.44

Tigecyclin (Glycylglycin)

Handelsname(n)

Tygacil

Darreichungsform

i.v.; Durchstechflasche: 50 mg Tr.-Subst. zur Herstellung von Injektions- oder Infusions-Lsg.

Standarddosis, Erwachsene

100 mg Erstgabe, dann 50 mg 2 ×/Tag

Relevante Nebenwirkungen

Gastrointestinale Störungen, Leukozytose, Thrombozytose, Nephrotoxizität, Hepatotoxizität, Pankreatitis

Schwangerschaft

FDA-Kategorie D

Kommentar

Reserveantibiotikum , Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

Tab. 16.45

Vancomycin (Glykopeptid)

Handelsname(n)

Vancomycin (Generikum)

Darreichungsform

i.v.; Durchstechflasche: 500 mg, 1000 Tr.-Subst. zur Herstellung von Injektions- oder Infusions-Lsg.

Standarddosis, Erwachsene

2 × 1 g

Relevante Nebenwirkungen

Ototoxizität, Allergie; selten: Nephrotoxizität

Schwangerschaft

Kontraindiziert

Kommentar

Talspiegelbestimmung empfohlen bei gleichzeitiger Gabe von potenziell nephrotoxischen Substanzen; Ziel: 5–12 µg/ml (bei MRSA-Bakteriämie höher: 10–20 µg/ml); Dosisanpassung bei Niereninsuffizienz

16.12 Antimykotika

  • M. Kochanek
  • O.A. Cornely
  • M.J.G.T. Vehreschild
(Tab. 16.46, Tab. 16.47, Tab. 16.48, Tab. 16.49, Tab. 16.50, Tab. 16.51, Tab. 16.52, Tab. 16.53, Tab. 16.54)
Tab. 16.46

Amphotericin B Desoxycholat

Markenname(n)

Amphotericin B Desoxycholat

Dosierung, Erwachsene

Wegen hoher Frequenz allergischer Reaktionen: Testgabe von 1 mg in 20 ml 5 % Glukose-Lsg. i.v. über 20–30 min

1 mg/kg KG/Tag i.v. über 1–4 h

Relevante UEW

Niere, Leber, Schüttelfrost, Fieber, gastrointestinal

Wechselwirkungen mit

Keine bekannt

Schwangerschaft

Ausreichende Erfahrungen über die Anwendung beim Menschen liegen nicht vor

Stillzeit

Es ist nicht bekannt, ob die Substanz in die Milch übergeht

Indikationen

Kryptokokkose

Kommentar

Amphotericin B Desoxycholat ist erheblich toxischer als alle anderen Antimykotika . In Vergleichsstudien zu invasiver Candidiasis, invasiver Aspergillose und persistierendem Fieber in Neutropenie ist es in keiner Indikation effektiver als besser verträgliche Antimykotika

Tab. 16.47

Liposomales Amphotericin B

Markenname(n)

Ambisome

Dosierung, Erwachsene

Aspergillose, invasive Candidiasis, persistierendes Fieber in Neutropenie: 3 mg/kg KG/Tag i.v. Zygomykose: 5 mg/kg KG/Tag i.v.Viszerale Leishmaniose: Immunkompetente Patienten 1–1,5 mg/kg KG/Tag i.v. über 21 Tage oder 3 mg/kg KG/Tag i.v. über 10 Tage; Immunsupprimierte Pat. (z. B. HIV-positiv) 1,9 mg/kg KG/Tag i.v. über 21 Tage oder 4 mg/kg KG/Tag i.v. über 10 Tage

Relevante UEW

Niere

Wechselwirkungen mit

Keine bekannt

Schwangerschaft

Ausreichende Erfahrungen über die Anwendung beim Menschen liegen nicht vor

Stillzeit

Es ist nicht bekannt, ob die Substanz in die Milch übergeht

Indikationen

Erst- und Zweitlinientherapie der o. g. und auch seltener invasiver Mykosen, empirische Behandlung persistierenden Fiebers in Neutropenie, Zweitlinientherapie der viszeralen Leishmaniose (Leishmania donovani)

Kommentar

Liposomales Amphotericin B ist erheblich besser verträglich als Amphotericin B Desoxycholat. Bei 3 mg/kg KG treten in 13 % reversible Nierenschädigungen auf

Tab. 16.48

Anidulafungin

Markenname(n)

Ecalta

Dosierung, Erwachsene

Anidulafungin Tag 1: 200 mg/Tag i.v., dann weiter mit 100 mg/Tag i.v.

Relevante UEW

Hautrötung, Leber

Wechselwirkungen mit

Keine relevanten bekannt

Schwangerschaft

Nicht empfohlen

Stillzeit

Nutzen-Risiko-Abwägung

Indikationen

Invasive Candidiasis; Candidämie bei nicht neutropenischen Patienten

Kommentar

Enthält Ethanol. Sollte bei der seltenen hereditären Fruktoseintoleranz nicht angewendet werden. Keine hinreichenden Erfahrungen in der Neutropenie

Tab. 16.49

Caspofungin

Markenname(n)

Cancidas

Dosierung, Erwachsene

Tag 1: 70 mg i.v., dann weiter mit 50 mg/Tag i.v.Beachten: KG >80 kg: Erhaltungsdosis 70 mg/Tag; Child-Score 7–9: Erhaltung mit 35 mg/Tag; Child-Score >9: keine Erfahrungen; gleichzeitige Gabe von Stoffwechselinduktoren: Erhaltung 70 mg/kg KG

Relevante UEW

Hitzewallung, Leber

Wechselwirkungen mit

Caspofungin reduziert Tacrolimusspiegel. Induktoren von Stoffwechselenzymen wie Carbamazepin, Dexamethason, Efavirenz, Nevirapin, Phenytoin, Rifampicin reduzieren die Caspofungin AUC

Schwangerschaft

Ausreichende Erfahrungen über die Anwendung beim Menschen liegen nicht vor

Stillzeit

Kontraindikation

Indikationen

Invasive Candidiasis , Zweitlinientherapie der invasiven Aspergillose , empirische Behandlung bei persistierendem Fieber in der Neutropenie

Tab. 16.50

Fluconazol

Markenname(n)

Diflucan

Dosierung, Erwachsene

Invasive Candidiasis/Candidämie: Tag 1: 800 mg/Tag i.v., dann weiter mit 400 mg/Tag i.v.

Candidosen oberflächl. Schleimhäute, z. B. oropharyngeale/ösophageale Candidose: 50–100 mg/Tag p.o.

Kryptokokken-Meningitis : Therapie: 400 mg/Tag i.v., Rezidivprophylaxe 200 mg/Tag p.o.

Prophylaxe invasiver Candidiasis nach allogener Stammzelltransplantation bis Ende der Neutropenie: 400 mg/Tag p.o.

Relevante UEW

Leber, gastrointestinal

Wechselwirkungen mit

Antikoagulanzien (CYP2C9-Substrat): Senkung des Quick-Wertes

Midazolam (CYP3A4-Substrat): Anstieg der Plasmaspiegel

Sulfonylharnstoffe (Glibenclamid, Glipizid, Tolbutamid), (CYP2C9-Substrat): Halbwertszeit verlängert

Rifampicin (CYP450-Induktor): Senkung Plasmaspiegel von Fluconazol

Rifabutin : Erhöhung des Rifabutinspiegels, Uveitis

Tacrolimus (CYP3A4-Substrat): Erhöhung des Tacrolimusspiegels, Nephrotoxizität

Sirolimu s: Anstieg des Sirolimusspiegels durch Reduktion des Metabolismus

Phenytoin: Erhöhung des Phenytoinspiegels

Xanthin-Basen , weitere Antiepileptika, Isoniazid: Kontrolluntersuchungen durchführen

Nach Absetzen von Fluconazol Zunahme des Abbaus von Prednison, Addison-Krise

Statine: Myopathie, Rhabdomyolyse

Schwangerschaft

Ausreichende Erfahrungen über die Anwendung beim Menschen liegen nicht vor

Stillzeit

Kontraindiziert. Fluconazol erreicht in der Muttermilch die gleichen Konzentrationen wie im Plasma. Vor Anwendung abstillen

Indikationen

Hefepilzinfektionen, Candidämie, Candidurie, invasive Candidose, Candidosen oberflächlicher Schleimhäute, Kryptokokken-Meningitis

Kommentar

Fluconazol ist ein potenter CYP2C9-Inhibitor und mäßiger CYP3A4-Inhibitor: Risiko erhöhter Plasmaspiegel auch für andere Arzneimittel (z. B. Ergotalkaloide, Chinidin). Wegen der langen Halbwertszeit des Fluconazols kann der Effekt noch 4–5 Tage nach Absetzen andauern

Tab. 16.51

Flucytosin

Markenname(n)

Ancotil

Dosierung, Erwachsene

Kryptokokken-Meningitis: 100 mg/kg KG/Tag i.v. plus Amphotericin B (0,7–1,0 mg/kg KG/Tag)

Relevante UEW

Gastrointestinal, Anämie, Leukopenie, Thrombozytopenie, Leber, Niere

Wechselwirkungen mit

Phenytoinspiegelerhöhung, Brivudin erhöht 5-Fluorouracilspiegel

Schwangerschaft

Kontraindikation im 1. Trimenon, strenge Indikationsstellung im 2. und 3. Trimenon

Stillzeit

Es ist nicht bekannt, ob die Substanz in die Milch übergeht

Indikationen

Kryptokokken-Meningitis

Kommentar

Anwendung nur in Kombination mit Amphotericin B. Ancotil enthält Natrium und kann zu einer Hypernatriämie führen. 5-Flucytosin wird enteral ebenso wie bei unsachgemäß warmer Lagerung in 5-Fluorouracil umgewandelt

Tab. 16.52

Micafungin

Markenname(n)

Mycamine

Dosierung, Erwachsene

Invasive Candidiasis und Candidämie: 100 mg/Tag i.v.Candidosen oberflächlicher Schleimhäute, z. B. oropharyngeale/ösophageale Candidose: 150 mg/Tag i.v.

Prophylaxe der invasiven Candidiasis nach allogener Stammzelltransplantation: 50 mg/d i.v.

Relevante UEW

Fieber, Kopfschmerzen

Wechselwirkungen mit

Substrate und Inhibitoren von CYP3A4 (v. a. Sirolimus, Nifedipin, Itraconazol)

Schwangerschaft

Teratogenität kann nicht ausgeschlossen werden

Stillzeit

Es ist nicht bekannt, ob die Substanz in die Milch übergeht

Indikationen

Therapie ösophagealer und systemischer Candidosen

Prophylaxe der invasiven Candidiasis nach allogener Stammzelltransplantation

Tab. 16.53

Posaconazol

Markenname(n)

Noxafil

Dosierung, Erwachsene

Prophylaxe: 3 × 200 mg/Tag p.o.Therapie: 4 × 200 mg/Tag p.o., nach Stabilisierung 2 × 400 mg/Tag p.o.

Relevante UEW

Gastrointestinal, Leber

Wechselwirkungen mit

Posaconazol ist ein CYP-3A4-Inhibitor und erhöht die Plasmaspiegel von Tacrolimus, Sirolimus, Ciclosporin, Rifampicin, Rifabutin, Midazolam und anderen Benzodiazepinen, Phenytoin, Vinca-Alkaloiden, Kalziumantagonisten (z. B. Diltiazem, Verapamil, Nifedipin, Nisoldipin), Virustatika, Digoxin, Sulfonylharnstoffen etc.

Induktoren von UDP-Glucuronidase und P-Glykoprotein-Effluxpumpen (z. B. Rifampicin, Rifabutin, Cimetidin, bestimmte Antiepileptika etc.) vermindern den Posaconazolspiegel

Schwangerschaft

Ausreichende Erfahrungen über die Anwendung beim Menschen liegen nicht vor

Stillzeit

Es ist nicht bekannt, ob die Substanz in die Milch übergeht

Indikationen

Zweitlinientherapie der invasiven Aspergillose, Fusariose, Chromoblastomykose/Myzetom, Kokzidioidomykose, oropharyngeale Candidose

Prophylaxe invasiver Mykosen bei Remissionsinduktionschemotherapie bei akuter myeloischer Leukämie (AML) oder myelodysplastischem Syndrom und bei allogener Stammzelltransplantation mit Graft-versus-Host-Disease

Tab. 16.54

Voriconazol

Markenname(n)

Vfend

Dosierung, Erwachsene

Candidämie: Tag 1: 2 × 6 mg/kg KG i.v., dann weiter mit 2 × 3 mg/kg KG i.v.

Aspergillose: Tag 1: 2 × 6 mg/kg KG i.v., dann weiter mit 2 × 4 mg/kg KG i.v.

Relevante UEW

Sehstörungen, gastrointestinal, Hautausschlag, Leber, Halluzinationen, QTc-Verlängerung

Wechselwirkungen mit

Cimetidin , Methadon, HIV-Proteasehemmer (z. B. Saquinavir, Amprenavir, Nelfinavir) erhöhen den Plasmaspiegel von Voriconazol

Ciclosporin, Tacrolimus, Sirolimus, Statine, Warfarin, Phenprocoumon, Acenocoumarol, Sulfonylharnstoffe (z. B. Tolbutamid, Glipizid, Glyburid), Benzodiazepine, Phenytoin, Vinca-Alkaloide (z. B. Vincristin, Vinblastin), Rifabutin, Protonenpumpenhemmer, HIV-Proteasehemmer (z. B. Saquinavir, Amprenavir, Nelfinavir), Efavirenz: Spiegel dieser Wirkstoffe erhöht

Phenytoin, Rifabutin, Nevirapin, Efavirenz, Johanniskraut verringern die Voriconazolspiegel

Schwangerschaft

Ausreichende Erfahrungen über die Anwendung beim Menschen liegen nicht vor. Der Tierversuch erbrachte Hinweise auf embryotoxische/teratogene Wirkungen

Stillzeit

Es ist nicht bekannt, ob die Substanz in die Milch übergeht. Abstillen!

Indikationen

Invasive Aspergillose, Candidämie bei nicht neutropenischen Patienten, Zweitlinientherapie der invasiven Candidiasis, Scedosporiose, Fusariose

16.13 Problemkeime bzw. multiresistente Erreger in der Intensivmedizin

  • M. Kochanek
  • M. Kaase
  • S. Scheithauer
  • G. Michels
Multiresistente Erreger (MRE) stellten weiterhin ein klinisches und ökonomisches Problem auf Intensivstation dar. Zu den multiresistenten Keimen gehören:
  • 3MRGN und 4MRGN (multiresistente gramnegative Stäbchen)

  • MRSA (Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus )

  • VRE (Vancomycin-resistente Enterokokken )

Zur Prävention von MRE-Transmissionen wird eine Hautwaschung mit 2%-igem Chlorhexidin (Waschlappen) bei Intensivpatienten empfohlen, zudem Reduktion von Blutstrominfektionen (Climo et al., 2013; Huang et al. 2013).

16.13.1 Multiresistente gramnegative Erreger (MRGN)

Definition

Bei den multiresistenten gramnegativen Erregern (MRGN) handelt es sich um gramnegative Stäbchenbakterien, zu denen Enterobacteriaceae (E. coli, Klebsiella pneumoniae) und Nonfermenter (insbesondere Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter-baumanii-Gruppe) zählen. Die Multiresistenz wird eingeteilt, je nachdem, ob die multiresistenten gramnegativen Erreger gegen 3 (3MRGN) oder gegen 4 (4MRGN) klinisch wichtige Antibiotikagruppen resistent sind (Tab. 16.55). Die korrekte Klassifikation wird darüber hinaus noch von weiteren Faktoren bestimmt und kann nur vom mikrobiologischen Labor sachgemäß erstellt werden.
  • 3MRGN: Multiresistente gramnegative Stäbchen mit Resistenz gegen Ureidopenicilline, Cephalosporine der 3. Generation und Fluorochinolone, nicht jedoch gegen Carbapeneme. Bei den Spezies Escherichia coli und Klebsiella pneumoniae handelt es sich also überwiegend um ESBL- (Extended-spectrum-β-Laktamasen-) Produzenten mit zusätzlicher Resistenz gegen Ciprofloxacin.

  • 4MRGN: Multiresistente gramnegative Stäbchen, üblicherweise mit Resistenz gegen Ureidopenicilline (Piperacillin), Cephalosporine der 3. Generation (Cefotaxim, Ceftazidim), Fluorchinolone (Ciprofloxacin) und Carbapeneme (Imipenem, Meropenem). Carbapenemase-produzierende Enterobacteriaceae (CPE) sind die krankenhaushygienisch bedeutsamste Gruppe.

Tab. 16.55

Charakteristik multiresistenter gramnegativer Erreger (MRGN)

Infektionsrate

Über Standardhygiene hinausgehende Maßnahmen3

Aktives Screening und Isolierung bis zum Befund ICU (Risikobereich)

Prävention der Übertragung ICU (Risikobereich)

3MRGN

E. coli

Ca. 30 %

Ja (Risikobereiche)

Nein

Isolierung

4MRGN

E. coli

Keine Daten

Ja (alle Bereiche)

Risikopopulation1 (Rektal, ggf. Wunden, Urin)

Isolierung

3MRGN Klebsiella spp.

10–20 %

Ja (mindestens Risikobereiche)

Nein

Isolierung

4MRGN Klebsiella spp.

40–80 %

Ja (alle Bereiche)

Risikopopulation (rektal, ggf. Wunden, Urin)

Isolierung

3MRGN

Enterobacter spp.

10–20 %

Nein

Nein

Basishygiene

4MRGN

Enterobacter spp.

Keine Daten

Ja (alle Bereiche)

Risikopopulation (Rektal)

Isolierung

Andere 3MRGN Enterobacteriaceae

Keine Daten

Nein

Nein

Basishygiene

Andere 4MRGN Enterobacteriaceae

Ungenügende Daten

Ja (alle Bereiche)

Risikopopulation1 (rektal)

Isolierung

3MRGN

P. aeruginosa2

15–25 %

Ja (Risikobereiche)

Nein

Isolierung

4MRGN

P. aeruginosa2

15–25 %

Ja (alle Bereiche)

Risikopopulation (rektal, Rachen)

Isolierung

3MRGN

A. baumannii

Ca. 20 %

Ja (mindestens Risikobereiche)

Nein

Isolierung

4MRGN

A. baumannii

Ca. 20 %

Ja (alle Bereiche)

Risikopopulation (Mund-Rachen-Raum, Haut)

Isolierung

Anmerkungen:

1 Als Risikopatienten gelten Patienten mit kürzlichem Kontakt zum Gesundheitssystem in Ländern mit endemischem Auftreten und Patienten, die zu 4MRGN-positiven Patienten Kontakt hatten, d. h. im gleichen Zimmer gepflegt wurden.

2 Eine gemeinsame Isolierung (Kohorten-Isolierung) kann nur für Patienten mit einem MRGN derselben Spezies mit gleichem Resistenzmuster erfolgen.

3 In der Regel Isolation und Tragen von Kittel/Handschuhen.

Die Infektionsrate hängt insbesondere von der Screeninghäufigkeit in einer Population ab, sodass die Zahlen zur Infektionsrate mit Vorsicht interpretiert werden sollten.

Stets aktives Screening und präemptive Isolierung von hospitalisierten Patienten aus dem Ausland mit hoher Prävalenz von Carbapenemase-Produzenten.

Therapie

Eine Therapie sollte nur bei Patienten mit „Infektion und Symptomatik“ nach Antibiogramm erfolgen. Bei Carbapenemase-bildenden Enterobacteriaceae ist eine Kombinationstherapie mit Carbapenemen der Monotherapie überlegen. Zur Behandlung von Infektionen durch Carbapenem-resistente Acinetobacter baumannii kommen Colistin oder Tigecyclin zur Anwendung.

16.13.2 MRSA und VRE

Während für MRSA eigenständige Empfehlungen zur Prävention und Kontrolle von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus-Stämmen (MRSA) in medizinischen und pflegerischen Einrichtungen (KRINKO 2014) bestehen, existieren keine eigenen Empfehlungen zur VRE-Infektion bzw. -Besiedlung (Tab. 16.56).
Tab. 16.56

Charakteristik von MRSA und VRE

Vorkommen

Übertragung

Aktives Screening, Basishygiene und Isolierung bis zum Befund ICU (Risikobereich)

Maßnahmen: Dekolonisierung und Isolierung bei positivem Nachweis

MRSA

Nasen-Rachen-Raum

Kontaktübertragung und Tröpfcheninfektion

Screening: Ja

Isolation: Ja

Dekolonisierung: Nase – topisch mit Mupirocin-haltiger Salbe über 5 Tage, Rachen und Haut –Chlorhexidin

Isolation: Ja1

VRE

VRE gehören zur normalen Darmflora, unter Immunsuppression können sie jedoch zu einer Infektion führen

Kontaktübertragung: Stuhl, Urin oder Blut

Da keine Hautbesiedelung, ist die Gefahr der Transmission relativ gering

Screening: Nein

Isolierung: Nein, eine Standardhygiene ist beim asymptomatischen Patienten vollkommend ausreichend

Dekolonisierung: nicht sinnvoll

Isolierung: Ja2

Anmerkungen:

1 Patienten, die sich in unterschiedlichen Stadien der Sanierung befinden, dürfen nicht kohortiert werden, d. h. primär Einzelzimmerisolierung anstreben.

2 Zwingend auf Stationen mit infektionsgefährdeten Risikopatienten, z. B. Intensivstation, hämatoonkologische oder transplantierte Patienten.

Basishygiene: Das Tragen von persönlicher Schutzausrüstung (PSA) bei Patientenkontakt (Barrierepflege, Einmalhandschuhe, Schutzkittel [z. B. Einmalkittel Klasse 6 geprüft: EN 14126, EN ISO 22610 Widerstandsfähigkeit gegen Keimpenetration – Nass/Wet-Penetration], Mund-Nasen-Schutz).

Risikofaktoren für MRSA-Besiedlung

  • MRSA-Vorgeschichte

  • Patienten, die regelmäßig direkten Kontakt zu MRSA haben, wie z. B. Personen mit Kontakt zu landwirtschaftlichen Nutztieren (Land-, Forstwirt)

  • Patienten aus Regionen/Einrichtungen mit bekannt hoher MRSA-Prävalenz (z. B. Einrichtungen in Ländern mit hoher MRSA-Prävalenz)

  • Patienten, die während eines stationären Aufenthalts Kontakt zu MRSA-Trägern hatten (z. B. bei Unterbringung im gleichen Zimmer)

  • Dialysepatienten

  • Patienten mit chronischen Hautläsionen (z. B. Ulkus, Wunden)

  • Patienten mit einem stationären Krankenhausaufenthalt (>3 Tage) in den zurückliegenden 12 Monaten (in einem Krankenhaus in Deutschland oder in anderen Ländern)

  • Patienten mit chronischer Pflegebedürftigkeit (z. B. Immobilität, Pflegestufe) und einem der folgenden Risikofaktoren:
    • Antibiotikatherapie in den zurückliegenden 6 Monaten,

    • liegende Katheter (z. B. Harnblasenkatheter, PEG-Sonde, Trachealkanüle)

(nach Reichard et al. 2016)

MRSA zeigt eine hohe Umweltresistenz gegen Austrocknung und überlebt auf trockener Fläche (z. B. Tisch) bis zu 4 Wochen.

Therapie

Nur Infektionen, und nicht Kolonisationen behandeln!

  • Eine Therapie sollte nur bei „symptomatischen Patienten“ nach Antibiogramm erfolgen.

  • Um eine erfolgreiche Sanierung nachzuweisen, bedarf es eines mindestens 3-malig negativen Kontrollabstrichs an 3 verschiedenen Tagen (an Nase, Rachen, Wunden und vorbestehenden Kolonisationsorten) bei fehlender MRSA-wirksamer Antibiotikatherapie.

Literatur

  1. Arbeitskreis „Krankenhaus- und Praxishygiene“ der AWMF (2012) Leitlinien zur Hygiene in Klinik und Praxis. Perioperative Antibiotikaprophylaxe. AWMF-Register-Nr. 029/022 http://www.awmf.org/uploads/tx_szleitlinien/029-022l_S1_Perioperative_Antibiotikaprophylaxe_2012-02.pdf
  2. ATS (2005) Guidelines for the management of adults with hospital-acquired, ventilator-associated, and healthcare-associated pneumonia. Am J Respir Crit Care Med 2005; 171: 388–416Google Scholar
  3. Bodmann KF, Grabein B, Pletz M et al. (2010) Respiratorische Infektionen. Empfehlungen zur kalkulierten parenteralen Initialtherapie bakterieller Erkrankungen bei Erwachsenen – Update 2010. Paul-Ehrlich-Gesellschaft für Chemotherapie e. V., RheinbachGoogle Scholar
  4. Bodmann KF, Lorenz J, Bauer TT et al. (2003) Nosokomiale Pneumonie: Prävention, Diagnostik und Therapie. Ein Konsensuspapier der Paul-Ehrlich-Gesellschaft für Chemotherapie (PEG) und der Deutschen Gesellschaft für Pneumologie (DGP) unter Mitarbeit von Experten der Deutschen Gesellschaft für Anästhesiologie und Intensivmedizin (DGAI). Chemother J 12: 33–44Google Scholar
  5. Brunkhorst FM, Oppert M, Marx G et al. (2012) Effect of empirical treatment with moxifloxacin and meropenem vs meropenem on sepsis–related organ dysfunction in patients with severe sepsis: a randomized trial. JAMA 307 (22): 2390–2399CrossRefPubMedGoogle Scholar
  6. Climo MW, Yokoe DS, Warren DK et al. (2013) Effect of daily chlorhexidine bathing on hospital-acquired infection. N Engl J Med 368 (6): 533–542CrossRefPubMedGoogle Scholar
  7. Dalhoff K, Abele-Horn M, Andreas S et al. (2012) Epidemiologie, Diagnostik und Therapie erwachsener Patienten mit nosokomialer Pneumonie. S3-Leitlinie. Pneumologie 66 (12): 707–765CrossRefPubMedGoogle Scholar
  8. Fleischmann C, Thomas-Rueddel DO, Hartmann M et al. (2016) Fallzahlen und Sterblichkeitsraten von Sepsis-Patienten im Krankenhaus Dtsch Arztebl Int 113 (10): 159–166Google Scholar
  9. Heyland DK, Dodek P, Muscedere J et al. (2008) Randomized trial of combination versus monotherapy for the empiric treatment of suspected ventilator-associated pneumonia. Crit Care Med 36: 737–744CrossRefPubMedGoogle Scholar
  10. Höffken G, Lorenz J, Kern W et al. (2009) Epidemiologie, Diagnostik, antimikrobielle Therapie und Management von erwachsenen Patienten mit ambulant erworbenen unteren Atemwegsinfektionen sowie ambulant erworbener Pneumonie – Update 2009, S3-Leitlinie der Paul-Ehrlich-Gesellschaft für Chemotherapie, der Deutschen Gesellschaft für Pneumologie und Beatmungsmedizin, der Deutschen Gesellschaft für Infektiologie und vom Kompetenznetzwerk CAPNETZ. Pneumologie 63: e1–e68CrossRefPubMedGoogle Scholar
  11. Huang SS, Septimus E, Kleinman K et al. (2013) Targeted versus universal decolonization to prevent ICU infection. N Engl J Med 368 (24): 2255–2265CrossRefPubMedGoogle Scholar
  12. Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (KRINKO) beim Robert Koch-Institut (RKI) (2012) Hygienemaßnahmen bei Infektionen oder Besiedlung mit multiresistenten gramnegativen Stäbchen. Empfehlung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (KRINKO) beim Robert Koch-Institut (RKI). Bundesgesundheitsblatt 55: 1311–1354 http://www.awmf.org/leitlinien/detail/ll/029-019.html
  13. Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (KRINKO) beim Robert Koch-Institut (RKI) (2014) Empfehlungen zur Prävention und Kontrolle von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus-Stämmen (MRSA) in medizinischen und pflegerischen Einrichtungen. Bundesgesundheitsblatt 57: 696–732Google Scholar
  14. Mouncey PR, Osborn TM, Power GS, Harrison DA, Sadique MZ, Grieve RD et al. (2015) Trial of early, goal-directed resuscitation for septic shock. N Engl J Med 372 (14): 1301–311CrossRefPubMedGoogle Scholar
  15. Peake SL, Delaney A, Bailey M, Bellomo R, Cameron PA, Cooper DJ et al. (2014) Goal-directed resuscitation for patients with early septic shock. N Engl J Med 371: 1496–1506CrossRefPubMedGoogle Scholar
  16. Reichard U, Rettkowski R, Scheithauer S et al. (2016) Multiresistente Erreger – Prävention und Diagnostik. Anasthesiol Intensivmed Notfallmed Schmerzther 51 (2): 112–120CrossRefPubMedGoogle Scholar
  17. Rivers E, Nguyen B, Havstad S, Ressler J, Muzzin A, Knoblich B et al. (2001) Early goal-directed therapy in the treatment of severe sepsis and septic shock. N Engl J Med 345 (19): 1368–1377CrossRefPubMedGoogle Scholar
  18. Schurink CAM, Van Nieuwenhoven CA, Jacobs JA et al. (2004) Clinical pulmonary infection score for ventilator-associated pneumonia: accuracy and inter-observer variability. Intensive Care Med (2004) 30:217–224CrossRefGoogle Scholar
  19. Singer M, Deutschmann CS, Seymour CW (2016) The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3) JAMA 315 (8): 801–810CrossRefPubMedPubMedCentralGoogle Scholar
  20. Suger-Wiedeck H, Unertl K, von Baum H et al. (2013). Prävention der nosokomialen beatmungsassoziierten Pneumonie. Empfehlung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (KRINKO) beim Robert Koch-Institut. Bundesgesundheitsblatt 56: 1578–1590CrossRefGoogle Scholar
  21. Tacconelli E, Cataldo MA, Dancer SJ et al. (2014) ESCMID guidelines for the management of the infection control measures to reduce transmission of multidrug-resistant Gram-negative bacteria in hospitalized patients. Clin Microbiol 20 Suppl 1: 1–55CrossRefGoogle Scholar
  22. Yealy DM, Kellum JA, Huang DT, Barnato AE, Weissfeld LA, Pike F et al. (2014) A randomized trial of protocol-based care for early septic shock. N Engl J Med 370: 1683–1693CrossRefPubMedGoogle Scholar

Copyright information

© Springer-Verlag GmbH Deutschland 2017

Authors and Affiliations

  • M. Kochanek
    • 1
  • B. Böll
    • 2
  • A. S. Vornhagen
    • 3
  • G. Michels
    • 4
  • O. Cornely
    • 5
  • G. Fätkenheuer
    • 6
  • U. Aurbach
    • 7
  • H. Seifert
    • 8
  • C. Gutschow
    • 9
  • D. Waldschmidt
    • 10
  • J. Rybniker
    • 11
  • E. Skouras
    • 12
  • M. J. G. T. Vehreschild
    • 13
  • J. J. Vehreschild
    • 14
  • M. Kaase
    • 15
  • S. Scheithauer
    • 16
  1. 1.Klinik I für Innere MedizinKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  2. 2.Klinik I für Innere MedizinKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  3. 3.Klinik I für Innere MedizinKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  4. 4.Klinik III für Innere MedizinKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  5. 5.Klinik I für Innere MedizinKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  6. 6.Klinik I für Innere MedizinKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  7. 7.Labor Dr. WisplinghoffKölnDeutschland
  8. 8.Institut für medizinische Mikrobiologie, Immunologie und HygieneKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  9. 9.Klinik für Viszeral- und TransplantationschirurgieUniversitätsSpital ZürichZürichDeutschland
  10. 10.Klinik für Gastroenterologie und HepatologieKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  11. 11.Klinik I für Innere MedizinKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  12. 12.Facharzt für Orthopädie und UnfallchirurgieKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  13. 13.Klinik I für Innere MedizinKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  14. 14.Klinik I für Innere MedizinKlinikum der Universität zu KölnKölnDeutschland
  15. 15.Zentralabteilung Krankenhaushygiene und InfektiologieUniversitätsmedizin GöttingenGöttingenDeutschland
  16. 16.Zentralabteilung Krankenhaushygiene und InfektiologieUniversitätsmedizin GöttingenGöttingenDeutschland

Personalised recommendations