Advertisement

Biotechnologie schnellwachsender Baumarten

  • Matthias FladungEmail author
  • Dietrich Ewald
Chapter

Zusammenfassung

Pflanzenzüchtung beinhaltet und nutzt durch den Menschen gewünschte und selektierte genetisch bedingte Veränderungen, um Pflanzen inklusive Bäume an seine Bedürfnisse optimal anzupassen. Die Biotechnologie stellt eine Erweiterung des Methodenspektrums der klassischen Pflanzenzüchtung dar und kann diese häufig auch erheblich beschleunigen. Sie umfasst verschiedene Verfahren der Zell- und Gewebekultur zur schnellen Vermehrung von Pflanzen, die Embryonenrettung („Embryo rescue“), die Erzeugung von polyploiden Pflanzen und Methoden zur Fusion von Einzelzellen (Protoplastenfusion). Ein bedeutendes neues Anwendungsgebiet der Biotechnologie ist die sogenannte Genomik, die neben der Funktionsaufklärung und Übertragung von Genen (Gentechnik), die Gendiagnose sowie die Marker-gestützte Züchtung („SMART-Breeding“) umfassen. In diesem Kapitel soll in die genannten Themen eingeführt und bedeutende Einsatzpotentiale für schnellwachsende Baumarten aufgezeigt werden.

Literatur

  1. Acheré V, Faivre Rampant P, Jeandroz S, Besnard G, Markussen T, Aragones A, Fladung M, Ritter E, Favre JM (2004) A full saturated linkage map of Picea abies including AFLP, SSR, ESTP, 5S rDNA and morphological markers. Theor Appl Genet 108:1602–1613CrossRefGoogle Scholar
  2. Bagniewska-Zadworna A, Zenkteler M, Zenkteler E, Wojciechowicz MK, Barakat A, Carlson JE (2011) A successful application of the embryo rescue technique as a model for studying crosses between Salix viminalis and Populus species. Austr J Bot 59:382–392CrossRefGoogle Scholar
  3. Brandt P (2004) Transgene Pflanzen – Herstellung, Anwendung, Risiken und Richtlinien, 2. Aufl. Birkhäuser, BaselGoogle Scholar
  4. Brunner AM, Nilsson O (2004) Revisiting tree maturation and floral initiation in the poplar functional genomics era. New Phytol 164:43–51CrossRefGoogle Scholar
  5. Cai X, Kang XY (2011) In vitro tetraploid induction from leaf explants of Populus pseudo-simonii Kitag. Plant Cell Rep 30:1771–1778CrossRefGoogle Scholar
  6. Chalupka W, Cecich RA (1997) Control of the first flowering in forest trees. Scand J Res 12:102–111CrossRefGoogle Scholar
  7. Chopra S (2014) Techniques and tools of modern plant breeding: field crops. In: Ricroch A, Chopra S, Fleicher S (Hrsg) Plant biotechnology – experience and future prospects. Springer Spektrum, Heidelberg, S 25–33Google Scholar
  8. Clarke D, Pazdernik N (2009) Molekulare Biotechnologie. Springer Spektrum, HeidelbergCrossRefGoogle Scholar
  9. Corbesier L, Vincent C, Jang S, Fornara F, Fan Q, Searle I, Giakountis A, Farrona S, Gissot L, Turnbull C, Coupland G (2007) FT protein movement contributes to long-distance signaling in floral induction of Arabidopsis. Science 316:1030–1033CrossRefGoogle Scholar
  10. Davey MR, Anthony P, Power JB, Lowe KC (2005) Plant protoplasts: status and biotechnological perspectives. Biotechnol Adv 23:131–171CrossRefGoogle Scholar
  11. Eikmanns B, Eikmanns M (2013) Geschichtlicher Überblick. In: Sahm H, Antranikian G, Strahmann K-P, Takors R (Hrsg) Industrielle Mikrobiologie. Springer Spektrum, Heidelberg, S 1–17Google Scholar
  12. Ewald D, Ulrich K, Naujoks G, Schröder MB (2009) Induction of tetraploid poplar and black locust plants using colchicine: chloroplast number as an early marker for selecting polyploids in vitro. Plant Cell Tiss Organ Cult 99:353–357CrossRefGoogle Scholar
  13. Ewald D, Ulrich K, Liesebach H (2012) Erzeugung triploider Individuen und intersektioneller Hybriden bei verschiedenen Pappelarten. In: Beiträge aus der Nordwestdeutschen Forstlichen Versuchsanstalt, Züchtung und Ertragsleistung schnellwachsender Baumarten im Kurzumtrieb, Bd. 8, S 181–193Google Scholar
  14. Flachowsky H, Hanke MV, Peil A, Strauss SH, Fladung M (2009) A review on transgenic approaches to accelerate breeding of woody plants. Plant Breed 128:217–226CrossRefGoogle Scholar
  15. Fladung M (1998a) Transgene Bäume – Perspektiven und Grenzen. Biol Unserer Zeit 28:201–213CrossRefGoogle Scholar
  16. Fladung M (1998b) Die Bedeutung bio- und gentechnologischer Verfahren für die Forstpflanzenzüchtung. Vorträge Für Pflanzenzüchtung 43:124–133Google Scholar
  17. Fladung M (2001) Hilft die Gentechnik der Forstpflanzenzüchtung? In: Wolf H (Hrsg) Nachhaltige Nutzung forstgenetischer Ressourcen, Tagungsbericht zur 24. Internationalen Tagung der Arbeitsgemeinschaft für Forstgenetik und Forstpflanzenzüchtung Pirna, 14. bis 16. März 2000 Sächsische Landesanstalt für Forsten, Pirna, OT Graupa, S 98–101Google Scholar
  18. Fladung M (2002) Kann die Gentechnik in der Forstwirtschaft Anwendung finden? Österreichische Forstztg 113:16–18Google Scholar
  19. Fladung M (2005a) Gentechnik im Forst: Nutzen oder Risiko? UmweltPanorama 8/2005:13–15Google Scholar
  20. Fladung M (2005b) Amerikanische Balsampappel – Erbgut vollständig entschlüsselt. AFZ – Wald 5:248–252Google Scholar
  21. Fladung M (2008a) Domestikation von Bäumen: bleibende Utopie oder bald Wirklichkeit? AFZ – Wald 63:229–231Google Scholar
  22. Fladung M (2008b) Frühe Blüte bei Forstgehölzen zur Beschleunigung der Züchtung. Vorträge Für Pflanzenzüchtung 74:73–82Google Scholar
  23. Fladung M (2011) Gentechnisch veränderte Bäume für eine nachhaltige, umweltverträgliche und ressourcenschonende Produktion von Holz für die Energiegewinnung. Gesunde Pflanzen 63:101–110CrossRefGoogle Scholar
  24. Fladung M (2013) Efficient in vitro plantlet regeneration in Populus euphratica Oliver. Afr J Biotechnol 12:826–832Google Scholar
  25. Fladung M, Hönicka H (2004) Erzeugung transgener steriler Zitterpappeln zur Verhinderung eines vertikalen Gentransfers in forstliche Ökosysteme. Gesunde Pflanzen 56:195–200CrossRefGoogle Scholar
  26. Fladung M, Tusch A, Markussen T, Ziegenhagen B (2000) Analysis of morphological mutants in Picea. In: Espinel S, Ritter E (Hrsg) Proc. of the Intern Congress “Applications of biotechnology to forest genetics” (Biofor 99) Vitoria-Gasteiz, 22.–25. September 1999, S 167–170Google Scholar
  27. Fladung M, Gebhardt K, Kersten B (2013) Erbgut verschiedener Nadelbäume vollständig entschlüsselt. AFZ – Wald 68:13–15Google Scholar
  28. Hönicka H, Fladung M (2006) Faster evaluation of sterility strategies in transgenic early flowering poplar. Silvae Genet 55:285–291CrossRefGoogle Scholar
  29. Hönicka H, Lehnhardt D, Polak O, Fladung M (2012) Early flowering and genetic containment studies in transgenic poplar. iForest 5:138–146CrossRefGoogle Scholar
  30. Hönicka H, Lehnhardt D, Nilsson O, Hanelt D, Fladung M (2014) Successful crossings with early flowering transgenic poplar: interspecific crossings, but not transgenesis, promoted aberrant phenotypes in offspring. Plant Biotech J 12:1066–1074CrossRefGoogle Scholar
  31. Hu WJ, Harding SA, Lung J, Popko JL, Ralph J, Stokke DD, Tsai CJ, Chiang VL (1999) Repression of lignin biosynthesis promotes cellulose accumulation and growth in transgenic trees. Nat Biotechnol 17:808–812CrossRefGoogle Scholar
  32. Kang X (2008) Advances in triploid breeding in Populus. In: International poplar commission 23rd Session Beijing, 27–30 October 2008. Poplars, willows and people’s wellbeing, abstracts of submitted papers: 94Google Scholar
  33. Kang XY, Zhu ZT (1997) A study on the 2n pollen vitality and germinant characteristics of white populus. Acta Bot Yunnanica 19:402–406Google Scholar
  34. Kang XY, Zhu ZT, Lin HB (1999) Study on the effective treating period for pollen chromosome doubling of P. tomentosa × P. bolleana. Sci Silvae Sin 35:21–24Google Scholar
  35. Kang XY, Zhu ZT, Lin HB (2000a) Radiosensitivity of different ploidy pollen in poplar and its application. Acta Genet Sinica 27:78–82Google Scholar
  36. Kang XY, Zhu ZT, Zhang ZY (2000b) Suitable period of high temperature treatment for 2n pollen of Populus tomentosa × P. bolleana. J Beijing Univ 22:1–4Google Scholar
  37. Kang XY, Zhang J, Zhang PD, Li YH (2006) Induction of triploids in white poplar. In: Tang Luozhong et al (Hrsg) Proceedings: fourth international poplar symposium: meeting the needs of a growing world through poplar and willow science Nanjing, 5–9 June 2006. Bd. 71Google Scholar
  38. Kempken F, Kempken R (2012) Gentechnik bei Pflanzen – Chancen und Risiken, 4. Aufl. Springer, Berlin, HeidelbergCrossRefGoogle Scholar
  39. Küsters J, Bentrup (2009) Energie-und CO2-Bilanzen von verschiedenen Bioenergiepflanzen und Bioenergieformen. 31. Kartoffeltagung, Detmold, 13.–14. Mai 2009. http://www.agfdt.de/loads/kt09/kuestabb.pdf. Zugegriffen: 30. Apr. 2011Google Scholar
  40. Langner W (1954) Rückmutation bei Zwergfichte. Z Forstgenet Forstpflanzenzüchtung 3:138–139Google Scholar
  41. Li YH, Kang XY, Wang SD (2008) Triploid induction in Populus alba × P. glandulosa by chromosome doubling of female gametes. Silvae Genet 57:37–40CrossRefGoogle Scholar
  42. Liu J, Xu X, Deng X (2003) Protoplast isolation, culture and application to genetic improvement of woody plants. Food Agric Environ 1:112–120Google Scholar
  43. Longman KA, Wareing PF (1959) Early induction of flowering in birch seedlings. Nature 184:2037–2038CrossRefGoogle Scholar
  44. Lührs R, Efremova N, Krull A, Löfke C, Ning D, Müller A, Polle A, Teichmann T (2010) Innovative Hybridpappeln – Schnelles Wachstum für Deutschland. In: Agrarholz 2010, Symposium Berlin, 18.–19. Mai 2010Google Scholar
  45. Lührs R, Efremova N, Welters P, Meier-Dinkel A, Janßen A, Voß MM, Fladung M (2012) ZÜEND – Züchtung neuer Energiepappeln für Deutschland. In: Beiträge aus der Nordwestdeutschen Forstlichen Versuchsanstalt, Züchtung und Ertragsleistung schnellwachsender Baumarten im Kurzumtrieb, Bd. 8, S 388–389Google Scholar
  46. Lührs R, Efremova N, Welters P, Teichmann T, Fladung M, Hennig A, Meier-Dinkel A, Janßen A (2015) Entwicklung polyploider Pappellinien von verschiedenen Arten mit Hilfe der Protoplastenfusion. In: Liesebach M (Hrsg) FastWOOD II: Züchtung schnellwachsender Baumarten für die Produktion nachwachsender Rohstoffe im Kurzumtrieb – Erkenntnisse aus 6 Jahren FastWOOD. Thünen Report 26. Johann Heinrich von Thünen-Institut, Braunschweig, S 185–191Google Scholar
  47. Mashkina OS, Burdaeva IM, Belozerova MM, V’yunova LN (1989) A method of inducing diploid pollen in woody species. Lesovedenie 1:19–25Google Scholar
  48. Meilan R (1997) Floral induction in woody angiosperms. New For 14:179–202CrossRefGoogle Scholar
  49. Meilan R, Sabatti M, Ma CP, Kuzminsky E (2004) An early flowering genotype of Populus. J Plant Biol 47:52–56CrossRefGoogle Scholar
  50. Melchers G (1978) Potatoes for combined somatic and sexual breeding methods; plants from protoplasts and fusion of protoplasts of potato and tomato. In: Alfermann AW, Reinhard E (Hrsg) Production of natural compounds by cell culture methods. GSF München, München, S 306–311Google Scholar
  51. Orczyk W, Przetakiewicz J, Nadolska-Orczyk A (2003) Somatic hybrids of Solanum tuberosum – application to genetics and breeding. Plant Cell Tiss Org Cult 74:1–13CrossRefGoogle Scholar
  52. Ronald WG (1982) Intersectional hybridization of Populus sections, Leuce-Aigeros and Leuce-Tacamahaca. Silvae Genet 31:94–99Google Scholar
  53. Rottmann WH, Meilan R, Sheppard LA, Brunner AM, Skinner JS, Ma C, Cheng S, Jouanin L, Pilate G, Strauss SH (2000) Diverse effects of overexpression of LEAFY and PTLF, a poplar (Populus) homolog of LEAFY/FLORICAULA, in transgenic poplar and Arabidopsis. Plant J 22:235–245CrossRefGoogle Scholar
  54. Sasamoto H, Wakita Y, Yokota S, Yoshizawa N, Katzuki T, Nishiyama Y, Yokoyama T, Fukui M (2006) Effects of electric cell fusion treatment among leaf protoplasts of Populus alba and Alnus firma on growth, leaf morphology, and RAPD pattern of eleven acclimatized plants. Vitro Cell Dev Biol Plant 42:174–178CrossRefGoogle Scholar
  55. Stern K (1961) Über den Erfolg einer über drei Generationen geführten Auslese auf frühes Blühen bei Betula verrucosa. Silvae Genet 10:48–51Google Scholar
  56. Stettler R, Koster R, Steenackers V (1980) Interspecific crossability studies in poplars. Theor Appl Genet 58:273–282CrossRefGoogle Scholar
  57. Tang ZQ, Chen DL, Song ZJ, He YC, Cai DT (2010) In vitro induction and identification of tetraploid plants of Paulownia tomentosa. Plant Cell Tiss Organ Cult 102:213–220CrossRefGoogle Scholar
  58. Theissen G, Becker A, Di Rosa A, Kanno A, Kim JT, Münster T, Winter KU, Saedler H (2000) A short history of MADS-box genes in plants. Plant Mol Biol 42:115–149CrossRefGoogle Scholar
  59. Tuskan GA, DiFazio S, Jansson S et al (2006) The genome of black cottonwood, Populus trichocarpa (Torr. & Gray). Science 313:1596–1604CrossRefGoogle Scholar
  60. Ulrich K, Ewald D (2014) Breeding triploid aspen and poplar clones for biomass production. Silvae Genet 63:47–58CrossRefGoogle Scholar
  61. Ulrich K, Ewald D, Naujoks G (2012) Polyploide Bäume für den Kurzumtrieb. AFZ – Wald 15:17–20Google Scholar
  62. Ulrich K, Liesebach H, Ewald D (2015) Erzeugung, Nutzung und genetische Charakterisierung polyploider Pappeln. In: Liesebach M (Hrsg) FastWOOD II: Züchtung schnellwachsender Baumarten für die Produktion nachwachsender Rohstoffe im Kurzumtrieb – Erkenntnisse aus 6 Jahren FastWOOD. Thünen Report 26, S 98–110Google Scholar
  63. Wang J, Li DL, Kang XY (2012) Induction of unreduced megaspores with high temperature during megasporogenesis in Populus. Ann Forest Sci 69:59–67CrossRefGoogle Scholar
  64. Weigel D, Nilsson O (1995) A developmental switch sufficient for flower initiation in diverse plants. Nature 377:495–500CrossRefGoogle Scholar
  65. Willing RR, Pryor LD (1976) Interspecific hybridization in poplar. Theor Appl Genet 47:141–151CrossRefGoogle Scholar
  66. Zhang H, Harry DE, Yuceer C, Hsu CY, Vikram V, Shevchenko O, Etherington E, Strauss SH (2010) Precocious flowering in trees: the FLOWERING LOCUS T gene as a research and breeding tool in Populus. J Exp Bot 61:2549–2560CrossRefGoogle Scholar
  67. Zhu Z, Kang X, Zhang Z (1997) Advances in the triploid breeding program of Populus tomentosa in China. J Beijing For Fre 6:1–8Google Scholar
  68. Zhuge Z, Huang M, Wang M (2000) A study on poplar somatic hybridization. J Nanjing For Univ 24:6–10Google Scholar

Copyright information

© Springer-Verlag GmbH Deutschland, ein Teil von Springer Nature 2018

Authors and Affiliations

  1. 1.Thünen-Institut für ForstgenetikJohann Heinrich von Thünen-InstitutGroßhansdorfDeutschland
  2. 2.Thünen-Institut für ForstgenetikJohann Heinrich von Thünen-InstitutWaldsieversdorfDeutschland

Personalised recommendations