Zusammenfassung
GRUNDLAGEN: "Tissue Engineering" der Speiseröhre erfordert das Verwenden von adäquaten Kollagenpolymeren, um einerseits den zu implantierenden Zellen eine geeignete Trägersubstanz zur Verfügung zu stellen und andererseits das Konstrukt optimal in die vorherrschenden anatomischen Verhältnisse einzufügen. METHODIK: Es wurde die Eignung von vier verschiedenen Kollagenpolymeren für das "Tissue Engineering" einer Speiseröhre in-situ an einem Schafmodell geprüft. Dazu wurden die Polymere 8 Wochen in das Omentum der Schafe implantiert und danach hinsichtlich ihrer Zweckmäßigkeit untersucht, wobei besonderes Augenmerk auf die zelluläre Infiltration und auf die Integration der Polymere in die anatomischen Gegebenheiten gelegt wurde. Kollagenpolymere: (a) Azelluläres Rinderperikard-Kollagen (BPC), (b) Azelluläres querverbundenes (HDMI Hexamethylen-Diisocyanat) Schweinehaut-Kollagen (PDC), (c) engporiges Schweinekollagen (PPC) und (d) zweilagiges Rindersehnen-Kollagen (Typ-1) (DLC). ERGEBNISSE: BPC wies sowohl eine minimale Polymerinfiltration der Zellen als auch eine schlechte Integration in das umgebende Gewebe auf. PDC zeigte sich inert hinsichtlich der Zelleinwanderung und Gewebsintegration. PPC erlaubte das Einwachsen von omentalen Zellen, demonstrierte jedoch nur geringe Infiltration des Polymers. Die Untersuchung von DLC ergab sowohl eine optimale Zelleinwanderung als auch eine zufriedenstellende Anpassung an das umgebende Gewebe. SCHLUSSFOLGERUNGEN: Von den vier getesteten Kollagenpolymeren wies einzig DLC optimale Eigenschaften für das "Tissue Engineering" einer Speiseröhre auf. Während BPC und PPC minimale Zellinfiltration in das Polymer zuließen und so nur bedingt für den Einsatz als Trägersubstanz für die Zellen zweckdienlich erscheinen, erwies sich PDC zur Herstellung eines Speiseröhrenkonstruktes als ungeeignet.
Summary
BACKGROUND: Esophagus tissue engineering requires optimal scaffolds that can support the implanted cells and integrate with the implanted tissue. METHODS: Four collagen scaffolds were investigated in-situ in an ovine model after 8 weeks of omental implantation to assess their suitability with regards to integration and cellular infiltration for esophagus organ tissue engineering: (a) Acellular bovine pericardial collagen (BPC), (b) Acellular cross-linked (HDMI hexamethylene diisocyanate) porcine dermal collagen (PDC), (c) Porcine porous collagen (PPC) and (d) Bovine tendon dual-layered (type-1) collagen (DLC). RESULTS: BPC demonstrated minimal integration with minimal cellular infiltration. PDC was inert to both integration and cellular infiltration. PPC enabled integration to omental tissue; however, demonstrated minimal cellular infiltration. DLC exhibited both omental integration and cellular infiltration. CONCLUSION: DLC has close to ideal properties for application in esophagus tissue engineering. BPC and PPC could have limited application in esophagus tissue engineering whereas PDC has been found to be unsuitable.
This is a preview of subscription content, log in via an institution to check access.
References
Saxena AK, Ainoedhofer H, Höllwarth ME. Culture of ovine esophageal epithelial cells and in-vitro esophagus tissue engineering. Tissue Eng Part C Methods 2010;16:109–14
Soltysiak P, Saxena AK. Micro-computed tomography for implantation site imaging during in situ oesophagus tissue engineering in a live small animal model. J Tissue Eng Regen Med 2009;3:573–6
Saxena AK, Kofler K, Ainödhofer H, Höllwarth ME. Esophagus tissue engineering: hybrid approach with esophageal epithelium and unidirectional smooth muscle tissue component generation in vitro. J Gastrointest Surg 2009;13:1037–43
Soltysiak P, Höllwarth ME, Saxena AK. Comparison of suturing techniques in the formation of collagen scaffold tubes for composite tubular organ tissue engineering. Biomed Mater Eng 2010;20:1–11
Wei RQ, Tan B, Tan MY, Luo JC, Deng L, Chen XH, Li XQ, Zuo X, Zhi W, Yang P, Xie HQ, Yang ZM. Grafts of porcine small intestinal submucosa with cultured autologous oral mucosal epithelial cells for esophageal repair in a canine model. Exp Biol Med (Maywood) 2009;234:453–61
Nakase Y, Nakamura T, Kin S, Nakashima S, Yoshikawa T, Kuriu Y, Sakakura C, Yamagishi H, Hamuro J, Ikada Y, Otsuji E, Hagiwara A. Intrathoracic esophageal replacement by in situ tissue-engineered esophagus. J Thorac Cardiovasc Surg 2008;136:850–9
Doede T, Bondartschuk M, Joerck C, Schulze E, Goernig M. Unsuccessful alloplastic esophageal replacement with porcine small intestinal submucosa. Artif Organs 2009;33:328–33
Gupta A, Vara D, Punshon G, Sales K, Winslet M, Seifalian AM (2009) In vitro small intestinal epithelial cell growth on a nanocomposite polycaprolactone scaffold. Biotechnol Appl Biochem (in press). DOI: 10.1042/BA20090214
Saxena AK, Baumgart H, Komann C, Ainoedhofer H, Soltysiak P, Kofler K, Höllwarth ME. Esophagus tissue engineering: in situ generation of rudimentary tubular vascularized esophageal conduit using the ovine model. J Pediatr Surg 2010;45:859–64
Gérard C, Bordeleau LJ, Barralet J, Doillon CJ (2009) The stimulation of angiogenesis and collagen deposition by copper. Biomaterials (in press). DOI: 10.1016/j.biomaterials.2009.10.009
Author information
Authors and Affiliations
Corresponding author
Rights and permissions
About this article
Cite this article
Saxena, A., Faraj, K., Damen, W. et al. Comparison of collagen scaffold tubes for possible esophagus organ tissue engineering applications: In-situ omental implantation study in an ovine model. Eur Surg 42, 309–313 (2010). https://doi.org/10.1007/s10353-010-0579-1
Received:
Accepted:
Issue Date:
DOI: https://doi.org/10.1007/s10353-010-0579-1