Zusammenfassung
Die durch Tsetsefliegen übertragene Trypanosomose der Rinder, Nagana, stellt für Zugochsen in den Baumwollanbaugebieten Malis eine ständige Bedrohung dar und führt durch krankheitsbedingte Leistungsabnahme und hohe Sterblichkeit zu gravierenden finanziellen Verlusten bei betroffenen Kleinbauern. Ein regelmäßiger Trypanozideinsatz stellt derzeit die häufigste Bekämpfungsmethode dar, wobei als Folge dieser mono-kausalen Bekämpfung bei Rindern multiple Resistenzen gegen die nur in begrenzter Zahl verfügbaren Trypanozide im gesamten Baumwollgürtel Westafrikas zu verzeichnen sind. Wirksamkeit und Nachhaltigkeit dieser Strategie werden so zunehmend in Frage gestellt. Daher wird ein neuer Ansatz zum Grundverständnis der ökologischen Basis des Nagana-Infektionsrisikos und zu seiner effektiven Bekämpfung angestrebt, wobei der Bestimmung der Wirtstierpräferenzen von Tsetsefliegen eine bedeutende Rolle zukommt. Aus diesem Grunde wurden von November 2008 bis April 2009 in zwei südostmalischen Dörfern insgesamt 474 Tsetsefliegen gefangen, phänotypisch bestimmt, auf Trypanosomeninfektionen untersucht und ihre Blutmahlzeiten auf FTA-Filterpaper® aufgetragen. Einhundertzwanzig ausgewählte Proben wurden zur Blutmahlzeitbestimmung extrahiert und mit universellen mitochondrialen Cytochrom b-Primern amplifiziert, wobei sich 74 Proben als Wirtstier-DNS-haltig erwiesen. Nach anschließender Amplifikation mit Rinder-spezifischen Cytochrom b-Primern zeigten 52 von ihnen entsprechende Banden in der Gelelektrophorese. Die restlichen 22 Proben wurden sequenziert und zur Wirtstieridentifizierung mit den verfügbaren Sequenzdaten aus Genbank® durch BLASTN® verglichen. Neben dem Rind wurden in 19 Fällen Menschen als Wirte der untersuchten Tsetsefliegen sowie in zwei Fällen Krokodile identifiziert. Eine Probe konnte nicht zugeordnet werden.
Summary
Nagana, a vector-borne epizootic caused by trypanosomes, severely constrains the use of draught animals in the cotton zone of south-eastern Mali. The disease causes considerable economic losses for the local farmers due to high mortality and morbidity ensuing productivity losses. Nagana is routinely controlled by the use of trypanocides and an overreliance on their use throughout past decades resulted in multiple drug resistance of trypanosomes in most parts of West Africa's cotton belt. Designing alternative, effective vector control strategies requires an identification of the preferred hosts of tsetse flies through blood meal analysis as a prerequisite for estimating infection risk. A survey was, therefore, conducted between November 2008 and April 2009, catching 474 Glossina species which were dissected. Blood meals were smeared on filter paper (Whatman®-FTA-Cards) for laboratory analysis. DNA extractions and amplification using universal vertebrate cytochrome b primers of 120 assorted samples detected 74 DNA-containing specimens. The subsequent use of cattle-specific primers yielded 52 visible amplicons in the gel electrophoresis. Sequencing and BLASTN® analysis of the remaining samples revealed 19 blood meals matching with existing sequences of the human genome in Genbank®. Two samples originated from crocodiles whereas one was unidentifiable.
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References
Grace D, Randolph T, Diall O,Clausen PH (2008) Training farmers in rational drug-use improves their management of cattle trypanosomosis: a cluster-randomised trial in south Mali. Prev Vet Med 83: 83–97
Bauer B, Amsler-Delafosse S, Clausen PH, Kabore I, Petrich-Bauer J (1995) Successful application of deltamethrin pour on to cattle in a campaign against tsetse flies (Glossina spp.) in the pastoral zone of Samorogouan, Burkina Faso. Trop Med Parasitol 46: 183–9
Clausen PH, Adeyemi I, Bauer B, Breloeer M, Salchow F, Staak C (1998) Host preferences of tsetse (Diptera: Glossinidae) based on bloodmeal identifications. Med Vet Entomol 12: 169–80
Kirstein F, Gray JS (1996) A molecular marker for the identification of the zoonotic reservoirs of Lyme borreliosis by analysis of the blood meal in its European vector Ixodes ricinus. Appl Environ Microbiol 62: 4060–5
Steuber S, Abdel-Rady A, Clausen PH (2005) PCR-RFLP analysis: a promising technique for host species identification of blood meals from tsetse flies (Diptera: Glossinidae). Parasitol Res 97: 247–54
Tobe SS, Linacre AM (2008) A multiplex assay to identify 18 European mammal species from mixtures using the mitochondrial cytochrome b gene. Electrophoresis 29: 340–7
Challier A, Lavessière C (1973) Un nouveau piège pour la capture des Glossines (Glossina: Diptera, Muscidae): description et essais sur le terrain. Cahiers ORSTROM Série Entomologie Médicine et Parasitologie 11: 251–62
Lloyd L, Johnson W-B (1924) The trypanosome infections of tsetse flies in northern Nigeria and a new method of estimation. Bull Entomol Res 14: 265–88
Jackson CHN (1946) An artificially isolated generation of tsetse-flies (Diptera). Bull Entomol Res 32: 291–9
Saunders DS (1960) The ovulation cycle in Glossina morsitans Westwood (Diptera: Muscidae) and a possible method of age determination for female tsetse flies by the examination of their ovaries. Trans R Entomol Soc London 121: 221–38
Kocher TD, Thomas WK, Meyer A, Edwards SV, Paabo S, Villablanca FX, et al (1989) Dynamics of mitochondrial DNA evolution in animals: amplification and sequencing with conserved primers. Proc Natl Acad Sci USA 86: 6196–6200
Parson W, Pegoraro K, Niederstatter H, Foger M, Steinlechner M (2000) Species identification by means of the cytochrome b gene. Int J Legal Med 114: 23–8
Bartsch S, Bauer B, Wiemann A, Clausen PH, Steuber S (2009) Feeding patterns of biting midges of the Culicoides obsoletus and Culicoides pulicaris groups on selected farms in Brandenburg, Germany. Parasitol Res 105: 373–80
Zang Z, Schwartz S, Wagner L, Miller W (2000) A greedy algorithm for aligning DNA sequences. J Comput Biol 7: 203–14
Altschul SF, Gish W, Miller W, Myers EW, Lipman DJ (1990) Basic local alignment search tool. J Mol Biol 215: 403–10
Smith IM, Rennison BD (1958) Some factors concerned in trypanosome challenge. In: ISCTRC/CCTA, 7th meeting. Bruxelles, pp 63–66
Snow WF, Tarimo SA (1983) A quantification of the risk of trypanosomiasis infection to cattle on the south Kenya coast. Acta Trop 40: 331–40
Murray M, Murray PK, Mcintyre WIM (1977) An improved parasitological technique for the diagnosis of African trypanosomiasis. Trans R Soc Trop Med Hyg 71: 325–6
Milligan PJ, Baker RD (1988) A model of tsetse-transmitted animal trypanosomiasis. Parasitology 96: 211–39
Rogers DJ (1988) A general model for the African trypanosomiases. Parasitology 97: 193–212
Bauer B, Slingenbergh J, Hendrickx G (1999) A trial to control tsetse at Galana Ranch: examining the issues. Parasitol Today 15: 82–3
Ross CA (2002) Krokodile und Alligatoren-Entwicklung, Biologie und Verbreitung Orbis Verlag Niederhausen
Mekata H, Konnai S, Simuunza M, Chembensofu M, Kano R, Witola WH, et al (2008) Prevalence and source of trypanosome infections in field-captured vector flies (Glossina pallidipes) in southeastern Zambia. J Vet Med Sci 70: 923–8
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Hoppenheit, A., Steuber, S., Bauer, B. et al. Host preference of tsetse: an important tool to appraise the Nagana risk of cattle in the cotton zone of Mali. Wien Klin Wochenschr 122 (Suppl 3), 81–86 (2010). https://doi.org/10.1007/s00508-010-1443-9
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DOI: https://doi.org/10.1007/s00508-010-1443-9
Keywords
- Glossina spp
- Host preference
- PCR
- Blood meal identification
- Trypanosomosis