Zusammenfassung
Hintergrund
Hymenopterenstiche führen in 1,2–3,5 % der Bevölkerung zu anaphylaktischen Reaktionen. Das Risiko erneuter Anaphylaxien auf Folgestiche wird durch eine spezifische Immuntherapie mit dem auslösenden Insektengift drastisch reduziert. Voraussetzung für eine gezielte spezifische Immuntherapie ist eine präzise Diagnostik.
Fragestellung
Das Ziel dieser Arbeit war, Nutzen und Grenzen der aktuell zur Verfügung stehenden In-vitro-Testverfahren für die Diagnostik der Hymenopterengiftallergie zu überprüfen und anhand von verschiedenen klinischen Fällen darzustellen.
Material und Methoden
Es erfolgte eine gezielte Literaturrecherche in PubMed unter Miteinbeziehung der aktuellen Leitlinie zur Hymenopterengiftallergie. Zur Veranschaulichung wurden klinische Problemfälle aus unserem eigenen Patientenkollektiv zusammengefasst.
Ergebnisse und Diskussion
Die korrekte Diagnose der Hymenopterengiftallergie wird durch verschiedene Faktoren beeinflusst – unter anderem durch die korrekte Identifizierung des Insekts und die Zeit bis zur diagnostischen Abklärung. Die hohe Prävalenz klinisch irrelevanter Sensibilisierungen, Kreuzreaktivität verschiedener Gifte und eine geringe Sensitivität mancher diagnostischer Tests erschweren die Diagnose. Im Fall der Mehrfachsensibilisierung hat die molekulare Allergiediagnostik die Aufklärung von klinisch relevanten Sensibilisierungen, insbesondere im Fall der Wespengiftallergie, bereits verbessert, sodass in vielen Fällen die zusätzlichen Kosten und Risiken einer zweiten Immuntherapie vermieden werden können. Bei der Bienengiftallergie wurden ebenfalls vielversprechende Fortschritte durch die molekulare Allergiediagnostik gezeigt, deren Umsetzung im klinischen Alltag vorgesehen ist. Bei Patienten mit überzeugender Stichanaphylaxie ohne Nachweis einer Sensibilisierung in Hauttests und/oder Serologie kann der Basophilenaktivierungstest aufgrund erhöhter Sensitivität für die Diagnosestellung ausschlaggebende Informationen liefern. Die Aussagekraft des Basophilenaktivierungstests könnte durch den Einsatz spezifischer Markerallergene weiter verbessert werden. Die Diagnostik einer Allergie gegen Feldwespen (Polistinae) und gegen Langkopfwespen (Dolichovespula) bleibt weiterhin problematisch, da eine partielle Kreuzreaktivität mit Wespengift vorliegt und spezifische Markerallergene noch nicht identifiziert wurden.
Abstract
Background
Hymenoptera stings give rise to anaphylactic reactions in 1.2–3.5 % of the population. The risk of repeat anaphylaxis following subsequent stings is greatly reduced through immunotherapy with the culprit venom. A prerequisite for allergen-specific immunotherapy is a precise diagnostic work-up.
Aims and objectives
We review the efficacy of currently available in-vitro diagnostic tests for hymenoptera venom allergy in different clinical scenarios.
Methods
A targeted literature review in PubMed and a review of the current guideline on hymenoptera venom allergy were performed. For illustrative purposes, a series of clinical cases from our allergy department are presented.
Results and conclusion
The correct diagnosis in hymenoptera venom allergy is influenced by a number of factors including patients’ ability to identify the insect and time lapsed to diagnostic tests. The high rate of clinically irrelevant sensitizations, cross-reactivity and suboptimal sensitivity of the currently available diagnostic tests further complicate the picture. In the case of multiple sensitizations, molecular allergy diagnostics has improved the detection of clinically relevant sensitizations allowing the cost and risks of unnecessary double immunotherapy to be avoided. This is true in particular with regard to wasp venom allergy. For bee venom allergy, improvements in molecular allergy diagnostics have shown promising results and their implementation in clinical practice is planned. In patients with no sensitization in skin or serological tests but with a convincing history of insect sting anaphylaxis, the increased sensitivity of a basophil activation test may deliver crucial evidence of venom sensitization. The value of the basophil activation test may be further improved using specific marker allergens. The diagnosis of allergy to paper wasps (Polistinae) and white-faced hornets (Dolichovespula) remains problematic as they show partial cross-reactivity to wasp venom and specific marker allergens particular to these, still have to be identified.
Literatur
Blank S, Seismann H, Bockisch B et al (2010) Identification, recombinant expression, and characterization of the 100 kDa high molecular weight hymenoptera venom allergens Api m 5 and Ves v 3. J Immunol 184:5403–5413
Blank S, Seismann H, Michel Y et al (2011) Api m 10, a genuine A. mellifera venom allergen, is clinically relevant but underrepresented in therapeutic extracts. Allergy 66:1322–1329
Blank S, Neu C, Hasche D et al (2012) Polistes species venom is devoid of carbohydrate-based cross-reactivity and allows interference-free diagnostics. J Allergy Clin Immunol 131:1239–1242
Blum S, Gunzinger A, Müller UR, Helbling A (2011) Influence of total and specific IgE, serum tryptase and age on severity of allergic reactions to Hymenoptera stings. Allergy 66:222–228
Bonadonna P, Perbellini O, Passalacqua G et al (2009) Clonal mast cell disorders in patients with systemic reactions to hymenoptera stings and increased serum tryptase levels. J Allergy Clin Immunol 123:680–686
Hemmer W, Focke M, Kolarich D et al (2001) Antibody binding to venom carbohydrates is a frequent cause for double positivity to honey bee and yellow jacket venom in patients with stinging-insect allergy. J Allergy Clin Immunol 108:1045–1052
Hoffmann DR, Miller JS, Sutton JL (1980) Hymenoptera venom allergy: a geographic study. Ann Allergy 45:276–279
Hofmann SC, Pfender N, Weckesser S et al (2011) Added value of IgE detection to rApi m 1 and rVes v 5 inpatients with Hymenoptera venom allergy. J Allergy Clin Immunol 128:248
Jappe U, Raulf-Heimsoth M, Hoffmann M et al (2006) In vitro Hymenoptera venom allergy diagnosis: improved by screening for cross-reactive carbohydrate determinants and reciprocal inhibition. Allergy 61:1220–1229
King TP, Gang L, Gonzalez M et al (1996) Yellow jacket venom allergens, hyaluronidase and phospholipase: Sequence similarity and antigenic cross-reactivity with their hornet and wasp homologs and possible implications for clinical allergy. J Allergy Clin Immunol 98:588–600
Köhler J, Blank S, Müller S et al (2014) Component resolution reveals additional major allergens in patients with honeybee venom allergy. J Allergy Clin Immunol 133:1383–1389
Korosec P, Silar M, Erzen R et al (2013) Clinical routine utility of basophil activation testing for diagnosis of hymenoptera-allergic patients with emphasis on individuals with negative venom-specific IgE antibodies. Int Arch Allergy Immunol 161:363–368
Korosec P, Erzen R, Silar M et al (2009) Basophil responsiveness in patients with insect sting allergies and negative venom-specific immunoglobulin E and skin prick test results. Clin Exp Allergy 39:1730–1737
Kors JW, Doormaal JJ van, Monchy JG de (1993) Anaphylactoid shock following Hymenoptera sting as a presenting symptom of systemic mastocytosis. J Intern Med 233:255–258
Mertens M, Amler S, Moerschbacher BM, Brehler R (2010) Cross-reactive carbohydrate determinants strongly affect the results of the basophil activation test in hymenoptera venom allergy. Clin Exp Allergy 40:1333–1345
Müller U, Schmid-Grendelmeier P, Hausmann O, Helbling A (2012) IgE to recombinant allergens Api m 1, Ves v 1 and Ves v 5 distinguish double sensitization from crossreaction in venom allergy. Allergy 67:1069–1073
Müller U (2010) Insect venoms. Anaphylaxis. Chem Immunol Allergy 95:141–156
Ollert M, Weissenbacher S, Rakoski J, Ring J (2005) Allergen-specific IgE measured by a continuous random-access immunoanalyzer: interassay comparison and agreement with skin testing. Clinchem 51:1241–1249
Przybilla B, Rueff F, Walker A et al (2011) Diagnose und Therapie der Bienen- und Wespengiftallergie. Leitlinie der Deutschen Gesellschaft für Allergologie und klinische Immunologie (DGAKI), des Ärzteverbandes Deutscher Allergologen (ÄdA), der Gesellschaft für Pädiatrische Allergologie und Umweltmedizin (GPA), der Deutschen Dermatologischen Gesellschaft (DDG) und der Deutschen Gesellschaft für Kinder- und Jugendmedizin (DGKJ) in Zusammenarbeit mit der Österreichischen Gesellschaft für Allergologie und Immunologie (ÖGAI) und der Schweizerischen Gesellschaft für Allergologie und Immunologie (SGAI). Allergo J 20:318–339
Rafei-Shamsabadi D, Müller S, Pfützner W et al (2014) Recombinant allergens rarely allow identification of Hymenoptera venom allergic patients with negative specific IgE to whole venom preparations. J Allergy Clin Immunol 134:493–494
Rueff F, Przybilla B, Bilo MB et al (2009) Predictors of severe systemic anaphylactic reactions in patients with hymenoptera venom allergy: importance of baseline serum tryptase – a study of the European Academy of Allergology and Clinical Immunology Interest Group on Insect Venom Hypersensitivity. J Allergy Clin Immunol 124:1047–1054
Rueff F, Przybilla B (2005) Nebenwirkungen und Erfolg der Insektengifthyposensibilisierung. Allergo J 14:560–568
Schäfer T (2009) Epidemiologie der Insektengiftallergie. Allergo J 18:353–358
Severino MG, Campi P, Macchia D et al (2006) European Polistes venom allergy. Allergy 61:860–863
Spillner E, Blank S, Jakob T (2012) Potenzial, Fallstricke und aktueller Status der molekularen Diagnostik am Beispiel der Insektengiftallergie. Allergo J 21:249–256
Sturm GJ, Bohm E, Trummer M et al (2004) The CD63 basophil activation test in Hymenoptera venom allergy: a prospective study. Allergy 59:1110–1117
Sturm GJ, Jin C, Kranzelbinder B et al (2011) Inconsistent results of diagnostic tools hamper the differentiation between bee and vespid venom allergy. PLoS One 6(6):e20842. doi:10.1371/journal.pone.0020842
Sturm GJ, Hemmer W, Hawranek T et al (2011) Detection of IgE to rApi m 1 and rVes v 5 is valuable but not sufficient to distinguish bee from wasp venom allergy. J Allergy Clin Immunol 128:247–248
Sturm GJ, Kranzelbinder B, Schuster C et al (2014) Sensitization to Hymenoptera venoms is common, but systemic sting reactions are rare. J Allergy Clin Immunol 113:1635–1643
Valentine MD, Schuberth KC, KAgey-Sobotka A et al (1990) The value of immunotherapy with venom in children with allergy to insect stings. N Engl J Med 323:1601–1603
Van Vaerenbergh M, Debeyser G, Devreese B, Graaf DC de (2014) Exploring the hidden honeybee (Apis mellifera) venom proteome by integrating a combinatorial peptide ligand library approach with FTMS. J Proteomics 99:169–178
Vos B, Köhler J, Müller S et al (2013) Spiking venom with rVes v 5 improves sensitivity of IgE detection in patients with allergy to Vespula venom. J Allergy Clin Immunol 131:1225–1227
Worm M, Eckermann O, Dölle S et al (2014) Triggers and treatment of anaphylaxis: an analysis of 4000 cases from Germany, Austria and Switzerland. Dtsch Arztebl Int 111:367–375
Einhaltung ethischer Richtlinien
Interessenkonflikt. S. Müller und D. Rafei-Shamsabadi geben an, dass kein Interessenkonflikt besteht. T. Jakob war als Referent und Berater für die Fa. Thermo-Fisher Scientific, ALK-Abello und Bencard/Allergy Therapeutics tätig und hat Forschungsgelder von der Fa. Thermo-Fisher Scientific erhalten. Dieser Beitrag beinhaltet keine Studien an Menschen oder Tieren.
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Müller, S., Rafei-Shamsabadi, D. & Jakob, T. Problemfälle der In-vitro-Diagnostik bei Hymenopterengiftallergie. Hautarzt 65, 780–790 (2014). https://doi.org/10.1007/s00105-014-2777-4
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