Advertisement

Netherlands Journal of Plant Pathology

, Volume 85, Issue 6, pp 241–251 | Cite as

Direct electron microscopy and serology with plant viruses in leaf material dried and stored over calciumchloride

  • L. Bos
  • M. P. Benetti
Article

Abstract

Most of 43 viruses could easily be detected directly in 53 out of 66 leaf samples dried and stored over CaCl2 for varying periods of time up to 20 1/2 years. Detection usually was with PTA pH 6.5, but alfalfa mosaic, cucumber mosaic and tomato aspermy viruses required PTA pH 3.0 to 4.0. Bean common mosaic, cowpea aphid-borne mosaic and cowpea mosaic viruses were also easily observed in newly dehydrated samples obtained for diagnosis from Morocco and Tanzania.

Broad bean wilt virus, cowpea mosaic virus and cucumber mosaic virus were detected with agar gel-diffusion tests in dry leaf material ground in buffer. This serological assay demonstrated a high concentration of cucumber mosaic virus in leaf material dried over CaCl2 20 years ago. This paper further coroborates the value of the CaCl2 method of dehydration and storage of plant viruses in leaf material.

Samenvatting

Zeer uiteenlopende plantevirussen kunnen goed worden bewaard in bladmateriaal van geïnfecteerde planten dat is gedroogd en bewaard boven CaCl2. Bij rechtstreekse elektronenmicroscopische toetsing van 66 monsters met verschillende isolaten van 43 virussen konden in 53 monsters gemakkelijk virusdeeltjes worden waargenomen (Tabel 1 en Fig. 1 en 2). Meestal lukte dit met fosforwolfraamzuur pH 6,5 dat doorgaans voor in ruw plantesap voorkomende virussen wordt gebruikt. Bij luzernemozaïekvirus en komkommermozaïek virus gelukte dit alleen maar bij lagere pH (3,0 en 4,0). Ook het tomate-aspermievirus was dan veel gemakkelijker aantoombaar. Methylaminewolfraamzuur gaf geen beter resultaat.

Draden van bonerolmozaïekvirus en van ‘cowpea aphid-borne mosaic virus’ en bolletjes van ‘cowpea mosaic virus’ waren snel waarneembaar in elektronenmicroscopische preparaten gemaakt van bladmateriaal van recent uit Marokko en Tanzania ontvangen monsters.

‘Cowpea mosaic virus’, tuinboneverwelkingsvirus en komkommermozaïekvirus konden eveneens gemakkelijk en snel serologisch worden aangetoond in met bufferoplossing vermalen droog blad van respectievelijk ‘cowpea’, erwt en tabak. Het laatstgenoemde, reeds 20 1/2 jaar geleden gedroogde bladmateriaal, bleek in vergelijking met pas geïnoculeerd vers blad van komkommer enChenopodium quinoa zelfs zeer veel serologisch actief virusmateriaal te bevatten (Fig. 3).

De beschreven waarnemingen bevestigen nogmaals de waarde van de toegepaste methode van virusbewaring en tonen aan dat het mogelijk is vele virussen te herkennen in van elders ontvangen gedroogde bladmonsters, zonder het risico te lopen van virusontsnapping, zoals altijd aanwezig bij werk met toetsplanten in de kas.

Keywords

Mosaic Virus Cucumber Mosaic Virus Leaf Material Alleen Cowpea Mosaic Virus 
These keywords were added by machine and not by the authors. This process is experimental and the keywords may be updated as the learning algorithm improves.

Preview

Unable to display preview. Download preview PDF.

Unable to display preview. Download preview PDF.

References

  1. Barradas, M. M. & Silberschmidt, K. M., 1973. Note on the preservation and survival of some plant viruses stored in dried leaf tissues. (Port. with Eng. summary). Arq. Inst. Biol., Sao Paulo 40: 375–379.Google Scholar
  2. Bos, L., 1969. Experiences with a collection of plant viruses in leaf material dried and stored over calcium chloride, and a discussion of literature on virus preservation. Meded. Rijksfak. Landbouwwet. Gent 34: 875–887.Google Scholar
  3. Bos, L., 1977. Persistence of infectivity of three viruses in plant material dried over CaCl2 and stored under different conditions. Neth. J. Pl. Path. 83: 217–220.Google Scholar
  4. Garnsey, S. M. & Purcifull, D. E., 1969. Serological detection of a citrus virus in leaf extracts from field trees. Proc. Fla. State Hort. Soc. 82: 56–60.Google Scholar
  5. Gooding Jr., G. V. & Tsakiridis, J. P., 1971. Sodium azide as a protectant of serological activity and infectivity of plant viruses. Phytopathology 61: 943–944.Google Scholar
  6. McKinney, H. H., 1953. Plant-virus type culture collections. Ann. N. Y. Acad. Sci. 56: 615–620.PubMedGoogle Scholar
  7. Milne, R. G. & Masenga, V., 1978. Phosphotungstate negative staining of labile viruses at low pH. Abstr. 3rd Int. Congr. Pl. Path. München 16–23 Aug. 1978: 18.Google Scholar
  8. Purcifull, D. E. & Gooding Jr., G. V., 1970. Immunodiffusion tests for potato Y and tobacco etch viruses. Phytopathology 60: 1036–1039.Google Scholar
  9. Purcifull, D. E., Christie, S. R. & Batchelor, D. L., 1975. Preservation of plant virus antigens by freeze-drying. Phytopathology 65: 1201–1205.Google Scholar
  10. Ragetli, H. W. J., Weintraub, M. & Elder, M., 1973. Effective mechanical inoculation of plant viruses in the absence of water. Can. J. Bot. 51: 1977–1981.Google Scholar
  11. Scott, H. A., 1961. Serological detection of barley stripe mosaic virus in single seeds and dehydrated leaf tissues. Phytopathology 51: 200–201.Google Scholar

Copyright information

© Koninklijke Nederlandse Planteziektenkundige Vereniging 1979

Authors and Affiliations

  • L. Bos
    • 1
  • M. P. Benetti
    • 1
  1. 1.Research Institute for Plant Protection (IPO)Wageningenthe Netherlands

Personalised recommendations