Abstract
In mosaic-diseased plants ofHippeastrum hybridum two viruses were found. One virus with a normal length of 706 nm caused local lesions onHyoscyamus niger test plants and mosaic symptoms in the leaves ofH. hybridum. This virus was identified with theHippeastrum mosaic virus (HMV) (*/*∶*/*∶E/E∶S/*) and had a dilution end point between 10−3 and 10−4, a thermal inactivation point between 55–60°C and a longevity at room temperature of 28–32 hours. The second virus had a normal length between 584 and 611 nm depending on the method used. It caused local lesions onGomphrena globosa andChenopodium quinoa leaves, and after inoculation ofH. hybridum was found to be present without showing symptoms. It was readily purified from inoculated leaf tissue ofC. quinoa andNicotiana clevelandii by differential centrifugation and ofH. hybridum by density-gradient centrifugation. Purified virus had an absorption minimum at 242 nm, a maximum at 262 nm and a 260/280 absorption ratio of 1.19. The dilution end point was between 10−3 and 10−4, the thermal inactivation point between 70 and 80°C and the longevity in vitro at room temperature 28–32 hours. Although no direct comparisons have been made with other members of the potexvirus group, the virus seems to be a new one now namedHippeastrum latent virus. Both viruses were not seed-borne.
Samenvatting
In dit onderzoek is gebruik gemaakt van planten vanHippeastrum hybridum met mozaïeksymptomen in de bladeren.H. hybridum, Gomphrena globosa, Chenopodium quinoa enHyoscyamus niger werden op de bladeren geïnoculeerd met sap van deze mozaïekzieke planten vanH. hybridum. H. hybridum gaf na 4–12 weken mozaïeksymptomen te zien.H. niger reageerde altijd met chlorotische lokale lesies na ca. 7 dagen, terwijlG. globosa enC. quinoa slechts in enkele gevallen reageerden met respektievelijk roodgerande lokale lesies na 14 dagen en chlorotische lesies na 16–20 dagen. Teruginoculatie vanH. niger op bladeren van zaailingen vanH. hybridum gaf na 4–12 weken mozaïeksymptomen te zien; teruginoculatie vanG. globosa enC. quinoa gaf geen symptomen op zaailingen vanH. hybridum, terwijl 4–12 weken na inoculatie de betrokken bladeren het virus wel bleken te bevatten. Het lukte niet om virus over te brengen vanH. niger naarG. globosa enC. quinoa en omgekeerd (Fig. 1). Hieruit kan geconcludeerd worden dat het virus dat mozaïeksymptomen opH. hybridum en lokale lesies ofH. niger geeft hetHippeastrum-mozaïekvirus (HMV) is (De Leeuw, 1972b). Het virus dat opG. globosa enC. quinoa lesies geeft is een virus dat symptoomloos voorkomt inH. hybridum. Dit laatste wordt nu het latenteHippeastrum virus (HLV) genoemd. Verdere waardplanten van het HLV zijn:Datura stramonium, Chenopodium murale, C. amaranticolor enNicotiana clevelandii. Alleen deze laatste behoort ook tot de waardplantenreeks van het HMV.
Het HMV is gezuiverd via dichtheids-gradiëntcentrifugering uit geïnoculeerde bladeren vanH. niger en bleek een normaallengte te hebben van ca. 706 nm. Het verdunningseindpunt lag tussen 10−3 en 10−4, de inactiveringstemperatuur tussen 55 en 60°C en de houdbaarheid in vitro bij kamertemperatuur bedroeg 28–32 uur.
Het HLV kon gemakkelijk gezuiverd worden door differentieel centrifugeren uit geïnoculeerde bladeren vanC. quinoa enN. clevelandii en door middel van dichtheidsgradiëntcentrifugeren uitH. hybridum. De virusdeeltjes waren flexibele draden met een normaallengte tussen de 584 en 611 nm, afhankelijk van de manier waarop werd gezuiverd (Fig. 7). Gezuiverd virus had een absorptieminimum bij 242 nm, een maximum bij 262 nm en een 260/280 nm verhouding van 1.19. Het verdunningseindpunt lag tussen 10−3 en 10−4, de inactiveringstemperatuur tussen 70 en 80°C en de houdbaarheid in vitro bij kamertemperatuur bedroeg 28–32 uur. Hoewel dit virus niet direkt vergeleken is met andere leden uit de potexvirusgroep schijnt het een nieuw virus te zijn: het latenteHippeastrum-virus.
Beide virussen gingen niet over met zaad.
Similar content being viewed by others
References
bar-Joseph, M. & Hull, R., 1974. Purification and partial characterisation of sugar beet yellows virus. Virology 62:552–562.
Brandes, J., 1964. Identifizierung von gestreckten pflanzenpathogenen Viren auf morphologischer Grundlage. Mitt. biol. BundAnst. Ld-u. Forstw. 110:1–130.
Brandes, J. & Bercks, R., 1965. Gross morphology and serology as a basis for classification of elongated plant viruses. Adv. Virus Res. 11:1–24.
Brants, D. H., Fokkema, N. J. & Bode, R. de, 1970. Further identification ofHippeastrum mosaic virus. Neth. J. Pl. Path. 76:171–173.
Brants, D. H. & Heuvel, J. van den, 1965. Investigation ofHippeastrum mosaic virus inHippeastrum hybridum. Neth. J. Pl. Path. 78:107–109.
Brunt, A. A., 1973. Hippeastrum mosaic virus. C.M.I./A.A.B. Descriptions of plant viruses 117:4 pp.
Govier, D. A. & Woods, R. D., 1971. Changes induced by magnesium ions in the morphology of some plant viruses with filamentous particles. J. gen. Virol. 13:127–132.
Hampton, R. O., Knesek, J. E. & Mink, G. I., 1974. Particle-length variability of the pea seedborne mosaic virus. Phytopathology 64:1158—1358—1363.
Hollings, M., 1966. Local lesion and other test plants for the identification and culture of viruses. In: Beemster, A. B. R. and Dijkstra, J. (Eds), Viruses of plants. North-Holland Publishing Company, Amsterdam.
Huttinga, H., 1973. Properties of viruses of the potyvirus group. 1. A simple method to purify bean yellow mosaic virus, pea mosaic virus lettuce mosaic virus and potato virus Y. Neth. J. Pl. Path. 79: 125–129.
Iwaki, M., 1967. Viruses causing mosaic diseases ofAmaryllis in Japan. Ann. phytopath. Soc. Japan 33, 237–243.
Kahn, R. P. & Smith, F. F., 1963. Transmission of a virus incitingAmaryllis mosaic symptoms. Pl. Life 19, 133–145.
Leeuw, G. T. N. de, 1972a. Tobacco mosaic virus inHippeastrum hybridum. Neth. J. Pl. Path. 78: 69–71.
Leeuw, G. T. N. de, 1972b.Hyoscyamus niger, a useful local lesion host for a mosaic virus inHippeastrum. Neth. J. Pl. Path. 78:107–109.
Leeuw, G. T. N. de, 1975. An easy and precise method to measure the length of flexuous virus particles from electron micrographs. Phytopath. Z. 82:347–351.
Nowicki, M. E. & Derrick, K. S., 1974. Mosaic disease in LeopoldiiAmaryllis hybrids. Pl. Life 30: 103–108. The Amaryllis year book.
Paul, H. L., 1959. Die Bestimmung des Nucleinsäuregehaltes pflanzlicher Viren mit Hilfe einer spektrophotometrischen Methode. Z. Naturforschg. 14b:427–432.
Smith, K. M., 1935. Some diseases of ornamental plants caused by the virus of tomato spotted wilt. Jl R. hort. Soc. 60:304–310.
Smith, K. M., 1957. A textbook of plant viruses. Churchill, J. and A. Ltd. (Eds) London, 2nd ed.
Velsen, R. J. van, 1967.Hippeastrum streak, a virus disease ofHippeastrum vittatum in Papua and New Guinea. Papua New Guin. Agric. J. 19:13–16.
Webb, M. J. W., 1973. A method for the rapid removal of sugars and salts from virus preparations on electron microscope grids. J. Microsc. (London) 98(1):109–111.
Author information
Authors and Affiliations
Rights and permissions
About this article
Cite this article
Brölman-Hupkes, J.E. Tentative description of Hippeastrum latent virus in Hippeastrum hybridum plants and differentiation from Hippeastrum mosaic virus. Netherlands Journal of Plant Pathology 81, 226–236 (1975). https://doi.org/10.1007/BF01976473
Issue Date:
DOI: https://doi.org/10.1007/BF01976473