Naturwissenschaften

, Volume 52, Issue 6, pp 121–128 | Cite as

Die intrazelluläre Regulation der Muskelaktivität

  • W. Hasselbach
  • Hans H. Weber
Aufsätze

Zusammenfassung

Alle isolierten Actomyosinsysteme, an denen der Einfluß freier Calcium-Ionen auf den Zyklus der Magnesium-ATP-Kontraktion untersucht ist, sind vollständig dissoziiert und damit erschlafft, wenn die Konzentration der freien Calcium-Ionen ≦10−7 M ist. Die Spaltungsgeschwindigkeit des ATP ist dann sehr gering und beruht auf der Aktivität der Myosin-ATP-ase. Die mechanische und·enzymatische Aktivität ist maximal, sobald die Konzentration der freien Calcium-Ionen einen Wert ∼10−5 M erreicht. Diese Zahlenangaben beziehen sich auf die physiologische Ionenstärke ∼0,15 μ und auf die Skeletmuskeln der Wirbeltiere sowie der KrabbeMaja squinado. Bei niedrigerer Ionenstärke ≈0,08 μ ist der Calciumbedarf etwa 3mal geringer.
  1. 1.

    Es genügen also absolut sehr kleine Veränderungen in der Menge der anwesenden Calcium-Ionen, um die Aktivität der isolierten Actomyosinsysteme zwischen Null und dem Maximalwert pendeln zu lassen. Im Gleichgewicht mit den angegebenen Konzentrationen der freien Calcium-Ionen wird im Zustand maximaler Aktivität des Actomyosinsystems auf jedes Myosinmolekül ein Calcium-Ion mehr gebunden als im Zustand der Dissoziation und Erschlaffung.

     
  2. 2.

    Auch dielebende Muskelfaser vonMaja squinado befindet sich im Ruhezustand, wenn die Konzentration der freien Calcium-Ionen „innen” ≦10−7 M ist, und kontrahiert sich, wenn die Konzentration durch die Injektion von Calcium-EGTA-Puffer erhöht wird. Diese Tatsache bedeutet, daß in der ruhenden, lebenden Muskelfaser das vorhandene Calcium (∼10−3 M) fast vollständig in einer inaktiven Form gebunden oder gespeichert ist. Nach der Injektion der freien Calcium-Ionen als Calcium-Puffer erschlafft die lebende Faser wieder in wenigen Sekunden. Also wird auch das injizierte Calcium schnell und vollständig durch Speicherung oder Bindung inaktiviert.

     
  3. 3.

    Diese Speicherung geschieht im sarkoplasmatischen Reticulum. Die Menge an Reticulum, die als „Erschlaffungsfaktor” aus 1 g Skeletmuskel isoliert wird (∼0,02 ml), kann aus physiologischen Lösungen freier Ca++-Ionen mehr Calcium akkumulieren (<1 μ Mol), als in 1 g Muskel vorhanden ist. Die Ca++-Akkumulation hört erst auf, wenn die Ca++-Konzentration auf 2–3·10−9 M, d.h. weit unter die Schwellenkonzentration der Actomyosin-Aktivität und der Kontraktion des lebenden Muskels gesunken ist. Das Reticulum ist also fähig, größere Calciumverschiebungen hervorzurufen, als nötig sind, um die Skeletmuskelfaser von voller Aktivität zu voller Ruhe zu bringen.

     
  4. 4.

    Doch braucht die Akkumulation der hierfür notwendigen Calciummenge deutlich mehr Zeit als die Erschlaffung der lebenden Faser. Dies ist zu erwarten, weil aus einem Gramm Muskel immer nur ein Teil des vorhandenen Reticulum isoliert wird, und weil erfahrungsgemäß·die Akkumulierungsgeschwindigkeit durch die Isolierung immer etwas geschädigt wird.

     
  5. 5.

    Die Verschiebungen der Ca++-Ionen durch die Membranen des Reticulum gleichen den Verschiebungen der Na+- und K+-Ionen durch die äußeren Membranen von Muskel und Nerv während und nach einer Erregungswelle: Die Ca++-Ionen wandern zunächst vom Ort hoher Konzentration in den Vesikeln zum Ort niedriger Konzentration in den Fibrillen. Sie werden anschließend durch eine Ionenpumpe gegen den Konzentrationsgradienten in das Reticulum zurückgepumpt. Die Ionenpumpe wird durch ATP-Spaltung getrieben. Die Aktivierung der Pumpe erfolgt durch die Ca++-Konzentration auf der Außenseite der reticulären Membran, d.h. auf der Seite der Membran, von der die Ca++-Ionen entfernt werden. Alles dies findet sich ebenso und in gleicher Reihenfolge bei den Na+- und K+-Verschiebungen unter der Wirkung eines Aktionspotentials. Es ist also wahrscheinlich, daß auch die Ca++-Verschiebungen unmittelbar durch den allgemein vermuteten elektrischen Erregungsvorgang an den reticulären Membranen ausgelöst werden.

     
  6. 6.

    Die Diffusionszeiten der Ca++ zwischen Reticulum und Achse der Fibrillen sind so kurz, daß sie völlig vernachlässigt werden können.

     
  7. 7.

    Die Erklärung für die Steuerung der Aktivität der glatten Muskeln der Vertebraten und des Herzmuskels stößt auf größere Schwierigkeiten als die Erklärung der Steuerung des Skeletmuskels. Die Funktion des Reticulum ist nach dem gegenwärtigen Stand der Erfahrung ungenügend (Herz) oder fehlt (glatter Muskel), obwohl auch die Aktivität dieser Muskeln von der Konzentration der freien Ca++ abhängt. Eine Regulation der Ca++-Konzentration von der äußeren Membran der Muskelzelle aus führt bei diesen dünnen Fasern nicht zu unmöglichen Diffusionszeiten der Ca++; aber die Ca++-Mengen, die während einer Zuckung die Membran der Herz- und Uterus-Fasern passieren, sind viel zu klein, um Muskelruhe in volle Aktivität zu verwandeln.

     

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Literatur

  1. [1]
    Baird, G. D., u.S. V. Perry: Biochem. J.77, 262 (1960).Google Scholar
  2. [2a)]
    Bendall, J. R.: J. Physiol. (London)121, 232 (1953);Google Scholar
  3. [2b)]
    : Proc. Roy. Soc. (London) B142, 409 (1954);Google Scholar
  4. [2c)]
    : Nature181, 1188 (1958).Google Scholar
  5. [3]
    Berne, R. M.: Biochem. J.83, 364 (1962).Google Scholar
  6. [4]
    Bianchi, C. P., u.A. M. Shanes: J. Gen. Physiol.42, 803 (1959).Google Scholar
  7. [5]
    Briggs, N. F., u.F. Fuchs: Biochim. et Biophys. Acta42, 519 (1960).Google Scholar
  8. [6]
    Caldwell, P. C., u.G. E. Walster: J. Physiol. (London)157, P 36 (1961).Google Scholar
  9. [7]
    Durbin, R. P., u.D. H. Jenkinson: J. Physiol. (London)157, 74 (1961).Google Scholar
  10. [8]
    Ebashi, S.: Arch. Biochem. Biophys.76, 410 (1958).Google Scholar
  11. [9]
    Ebashi, S., u.F. Lipmann: J. Cell Biol.14, 389 (1962).Google Scholar
  12. [10]
    Engelhardt, W. A., u.M. N. Ljubimova: Nature144, 668 (1939).Google Scholar
  13. [11]
    Fenn, W. O., u.M. Goettsch: J. Biol. Chem.126, 41 (1937).Google Scholar
  14. [12]
    Gergely, J., u.C. J. Parker: Conf. Contractility Pittsburgh. Pa., pp. 6–7 (1960).Google Scholar
  15. [13]
    Girardier, L., J. P. Reuben, P. W. Brandt u.H. Grundfest: J. Gen. Physiol.47, 189 (1963).Google Scholar
  16. [14]
    Glynn, J. M.: J. Physiol. (London)160, P 18 (1962).Google Scholar
  17. [15]
    Goodall, M. C., u.A. G. Szent Györgyi: Nature172, 84 (1953).Google Scholar
  18. [16a)]
    Hasselbach, W.: Verhandl. deut. Ges. Kreislaufforsch.27, 114 (1962);Google Scholar
  19. [16b)]
    Hasselbach, W.: Proc. Roy. Soc. (London) B (im Druck);Google Scholar
  20. [16c)]
    Hasselbach, W.: Progress in Biophys. (in press 1964).Google Scholar
  21. [16d)]
    : Naturwissenschaften50, 249 (1963);Google Scholar
  22. [16e)]
    Hasselbach, W.: Unveröffentl. Versuche.Google Scholar
  23. [17a)]
    Hasselbach, W., u.M. Makinose: Pflüger's Arch. ges. Physiol.272, 45 (1960);Google Scholar
  24. [17b)]
    : Biochem. Z.333, 518 (1961);Google Scholar
  25. [17c)]
    339, 94 (1963);Google Scholar
  26. [17d)]
    : Biochem. Biophys. Res. Commun.7, 132 (1962).Google Scholar
  27. [18]
    Hasselbach, W., u.O. Ledermair: Pflüger's Arch. ges. Physiol.267, 532 (1958).Google Scholar
  28. [19]
    Hasselbach, W., u.H. Nemetschek: Unveröffentl. Versuche.Google Scholar
  29. [20]
    Heilbrunn, L. V., u.F. J. Wiercinsky: J. Cellular Comp. Physiol.29, 15 (1947).Google Scholar
  30. [21a)]
    Hill, A. V.: Proc. Roy. Soc. (London) B136, 399 (1949);Google Scholar
  31. [21b)]
    135, 446 (1948).Google Scholar
  32. [22a)]
    Huxley, H. E.: N. Y. Acad. Sci.81, 446 (1959);Google Scholar
  33. [22b)]
    : Nature202, 1067 (1964).Google Scholar
  34. [23]
    Huxley, A. F., u.R. E. Taylor: J. Physiol. (London)144, 426 (1958).Google Scholar
  35. [24]
    Lorand, L.: Nature172, 1181 (1953).Google Scholar
  36. [25]
    Lorand, L., J. Molnar u. C. Moos: Conf. Chemistry Muscle Contr. Tokyo p. 85 (1957).Google Scholar
  37. [26]
    Marsh, B. B.: Biochim. et Biophys. Acta9, 247 (1952).Google Scholar
  38. [27]
    Muscatello, U., E. Andersson-Cedergreen, G. F. Azzone u.A. v. d. Decken: J. Biophys. Biochem. Cytol.10, 201 (1961).Google Scholar
  39. [28]
    Nagai, T., M. Makinose u.W. Hasselbach: Biochim. et Biophys. Acta43, 223 (1960).Google Scholar
  40. [29]
    Nagai, T., K. Uchida u.M. Yasuda: Biochim. et Biophys. Acta56, 205 (1962).Google Scholar
  41. [30a)]
    Niedergerke, R.: J. Physiol. (London)128, P 12 (1955);Google Scholar
  42. [30b)]
    167, 551 (1963).Google Scholar
  43. [31]
    Parker, C. J., u.J. Gergely: J. Biol. Chem.235, 3449 (1960).Google Scholar
  44. [32]
    Podolsky, R. J.: Proc. Int. Union Physiol. Sc. II, XXII. Int. Congr. Leiden P 902 (1962).Google Scholar
  45. [33a)]
    Portzehl, H.: Persönl. Mitteilg.;Google Scholar
  46. [33b)]
    : Biochim. et Biophys. Acta26, 373 (1957).Google Scholar
  47. [34]
    Portzehl, H., P. C. Caldwell u.J. C. Rüegg: Biochim. et Biophys. Acta179, 581 (1964).Google Scholar
  48. [35]
    Schatzmann, H. J.: Pflüger's Arch. ges. Physiol.274, 295 (1961).Google Scholar
  49. [36]
    Shanes, A. M., u.C. P. Bianchi: J. gen. Physiol.43, 481 (1960).Google Scholar
  50. [37]
    Ulbrecht, M.: Biochim. et Biophys. Acta57, 455 (1962).Google Scholar
  51. [38]
    Weber, H. H.: Z. Arzneimittel-Forsch.10, 404 (1960).Google Scholar
  52. [39a)]
    Weber, A., u.R. Herz: Biochem. Biophys. Res. Commun.6, 364 (1962);Google Scholar
  53. [39b)]
    : J. Biol. Chem.238, 599 (1963).Google Scholar
  54. [40]
    Weber, A., R. Herz u.I. Reiss: J. Gen. Physiol.46, 679 (1963).Google Scholar
  55. [41]
    Whittam, R.: Biochem. J.83, P 29 (1962).Google Scholar
  56. [42]
    Winegrad, S., u.A. M. Shanes: J. Gen. Physiol.45, 371 (1962).Google Scholar

Copyright information

© Springer-Verlag 1965

Authors and Affiliations

  • W. Hasselbach
    • 1
  • Hans H. Weber
    • 1
  1. 1.Heidelberg

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