Advertisement

HNO

, Volume 67, Issue 4, pp 251–257 | Cite as

Reaktionen im Corti-Organ auf elektrische Stimulation

StED-Technologie zum Nachweis von Veränderungen
  • M. N. Peter
  • G. Paasche
  • U. Reich
  • T. Lenarz
  • A. WarneckeEmail author
Leitthema

Zusammenfassung

Immer mehr Patienten, die mit einem Cochleaimplantat versorgt werden, besitzen noch ein Restgehör. Trotz chirurgischer und pharmakologischer Maßnahmen zur Erhaltung des Restgehörs erleidet eine signifikante Anzahl dieser Patienten einen späten, noch nicht genau erklärbaren Verlust des Restgehörs. Das chirurgische Trauma als Ursache dieses späten Hörverlusts kann weitestgehend ausgeschlossen werden. Eine Elektrotoxizität könnte z. B. eine mögliche Ursache darstellen. Um dieses Phänomen untersuchen zu können und weil Zellen im Gewebeverbund anders auf Reize (z. B. elektrischer Strom) reagieren als isolierte Zellen, eignen sich intakte Explantate der Cochlea möglicherweise als Modell. Zur Früherkennung synaptischer Veränderungen im Corti-Organ dient eine hochauflösende Mikroskopietechnik wie das Verfahren StED („stimulated emission depletion“). Ziel dieser Studie war es, ein Setup zur qualitativen sowie quantitativen Auswertung von Veränderungen bedingt durch elektrische Stimulation im Corti-Organ und seiner Synapsen zu etablieren. Explantierte Corti-Organe von postnatalen Ratten (P2–4) wurden 24 h auf einem Deckglas in einer Petri-Schale kultiviert und dann 24 h einer biphasischen gepulsten elektrischen Stimulation (Amplitude 0,44–2,0 mA, Pulsbreite 400 µs, „interpulse delay“ 120 µs, Frequenz 1 kHz) ausgesetzt. Zur Visualisierung wurden das Zellgerüst und die Ribbon-Synapsen (RS) immunzytochemisch angefärbt. Für eine frühe erkennbare Reaktion auf die elektrische Stimulation (ES) wurde die Anzahl der Synapsen herangezogen. Als Referenz dienten Corti-Organe ohne ES. Ersten Untersuchungen zufolge kann ES das Überleben der RS beeinflussen, was mit dem Verfahren StED detektiert werden kann. Das hier etablierte Modell könnte für die Erfassung molekularer Veränderungen im Corti-Organ durch elektrische Stimulation oder anderer Stimuli von großer Bedeutung sein.

Schlüsselwörter

Physikalische Stimulation Hörverlust Cochlea Cochleaimplantat Synapsen 

Reactions in the organ of Corti to electrical stimulation

StED technology for detecting changes

Abstract

Increasing numbers of cochlear implant patients have residual hearing. Despite surgical and pharmacological efforts to preserve residual hearing, a significant number of these patients suffer a late, unexplained loss of residual hearing. Surgical trauma can be excluded as the cause. To investigate this phenomenon and because cells in their native environment react differently to stimuli (such as electrical current) than isolated cells, whole-organ explants from cochleae may be a better model. For early detection of synaptic changes in the organ of Corti, a high-resolution microscopic technique such as stimulated emission depletion (StED) can be used. The aim of this study was establishment of a qualitative and quantitative technique to determinate changes in the organ of Corti and its synapses after electrical stimulation. Explanted organs of Corti from postnatal rats (P2–4) were cultured on a coverslip for 24 h and subsequently exposed to biphasic pulsed electrical stimulation (amplitude 0.44–2.0 mA, pulse width 400 μs, interpulse delay 120 μs, repetition 1 kHz) for another 24 h. For visualization, the cytoskeleton and the ribbon synapses were stained immunocytochemically. For an early detectable response to electrical stimulation, the number of synapses was quantified. Organs of Corti without electrical stimulation served as a reference. Initial research has shown that electrical stimulation can cause changes in ribbon synapses and that StED can detect these alterations. The herein established model could be of great importance for identification of molecular changes in the organ of Corti in response to electrical or other stimuli.

Keywords

Physical stimulation Hearing loss Cochlea Cochlear implant Synapses 

Notes

Förderung

Gefördert durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (WA2806/5-1).

Einhaltung ethischer Richtlinien

Interessenkonflikt

M.N. Peter, G. Paasche, U. Reich, T. Lenarz und A. Warnecke geben an, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Dieser Beitrag beinhaltet keine von den Autoren durchgeführten Studien an Menschen. Alle nationalen Richtlinien zur Haltung und zum Umgang mit Labortieren wurden eingehalten und die notwendigen Zustimmungen der zuständigen Behörden liegen vor.

Literatur

  1. 1.
    Basta D, Gröschel M, Ernst A (2018) Central and peripheral aspects of noise-induced hearing loss. HNO 66:342–349.  https://doi.org/10.1007/s00106-017-0442-9 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  2. 2.
    Bohl A, Rohm HW, Ceschi P et al (2012) Development of a specially tailored local drug delivery system for the prevention of fibrosis after insertion of cochlear implants into the inner ear. J Mater Sci Mater Med 23:2151–2162.  https://doi.org/10.1007/s10856-012-4698-z CrossRefPubMedGoogle Scholar
  3. 3.
    Brigande JV, Heller S (2009) Quo vadis, hair cell regeneration? Nat Neurosci 12:679–685.  https://doi.org/10.1038/nn.2311 CrossRefPubMedPubMedCentralGoogle Scholar
  4. 4.
    Budni J, Molz S, Dal-Cim T et al (2018) Folic acid protects against glutamate-induced excitotoxicity in hippocampal slices through a mechanism that implicates inhibition of GSK-3β and iNOS. Mol Neurobiol 55:1580–1589.  https://doi.org/10.1007/s12035-017-0425-6 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  5. 5.
    Coco A, Epp SB, Fallon JB et al (2007) Does cochlear implantation and electrical stimulation affect residual hair cells and spiral ganglion neurons? Hear Res 225:60–70.  https://doi.org/10.1016/j.heares.2006.12.004 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  6. 6.
    Dzyubenko E, Rozenberg A, Hermann DM, Faissner A (2016) Colocalization of synapse marker proteins evaluated by STED-microscopy reveals patterns of neuronal synapse distribution in vitro. J Neurosci Methods 273:149–159.  https://doi.org/10.1016/j.jneumeth.2016.09.001 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  7. 7.
    Fetoni AR, Sergi B, Ferraresi A et al (2004) Protective effects of α‑tocopherol and tiopronin against cisplatin-induced ototoxicity. Acta Otolaryngol 124:421–426.  https://doi.org/10.1080/00016480410016559 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  8. 8.
    Gross J, Olze H, Mazurek B (2018) Molekulare Netzwerke von Hypoxie und neuronaler Apoptose in der CochleaMolecular networks of hypoxia and neuronal apoptosis in the cochlea. HNO 66:677–685.  https://doi.org/10.1007/s00106-018-0539-9 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  9. 9.
    Hartshorn DO, Miller JM, Altschuler RA (1991) Protective Effect of Electrical Stimulation in the Deafened Guinea Pig Cochlea. Otolaryngol Head Neck Surg 104:311–319.  https://doi.org/10.1177/019459989110400305 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  10. 10.
    Helbig S, Adel Y, Rader T et al (2016) Long-term hearing preservation outcomes after cochlear implantation for electric-acoustic stimulation. Otol Neurotol 37:e353–e359.  https://doi.org/10.1097/MAO.0000000000001066 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  11. 11.
    Kujawa SG (2006) Acceleration of age-related hearing loss by early noise exposure: evidence of a misspent youth. J Neurosci 26:2115–2123.  https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4985-05.2006 CrossRefPubMedPubMedCentralGoogle Scholar
  12. 12.
    Kujawa SG, Liberman MC (2009) Adding insult to injury: cochlear nerve degeneration after “temporary” noise-induced hearing loss. J Neurosci 29:14077–14085.  https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.2845-09.2009 CrossRefPubMedPubMedCentralGoogle Scholar
  13. 13.
    Leake PA, Hradek GT, Rebscher SJ, Snyder RL (1991) Chronic intracochlear electrical stimulation induces selective survival of spiral ganglion neurons in neonatally deafened cats. Hear Res 54:251–271.  https://doi.org/10.1016/0378-5955(91)90120-X CrossRefPubMedGoogle Scholar
  14. 14.
    Liberatore F, Bucci D, Mascio G et al (2017) Permissive role for mGlu1 metabotropic glutamate receptors in excitotoxic retinal degeneration. Neuroscience 363:142–149.  https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2017.09.005 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  15. 15.
    Liberman LD, Liberman MC (2016) Postnatal maturation of auditory-nerve heterogeneity, as seen in spatial gradients of synapse morphology in the inner hair cell area. Hear Res 339:12–22.  https://doi.org/10.1016/j.heares.2016.06.002 CrossRefPubMedPubMedCentralGoogle Scholar
  16. 16.
    Liberman MC, Kujawa SG (2017) Cochlear synaptopathy in acquired sensorineural hearing loss: Manifestations and mechanisms. Hear Res 349:138–147.  https://doi.org/10.1016/j.heares.2017.01.003 CrossRefPubMedPubMedCentralGoogle Scholar
  17. 17.
    Lousteau RJ (1987) Increased spiral ganglion cell survival in electrically stimulated, deafened guinea pig. Laryngoscope 97:836–842.  https://doi.org/10.1288/00005537-198707000-00012 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  18. 18.
    Lu X, Shu Y, Tang M, Li H (2016) Mammalian cochlear hair cell regeneration and ribbon synapse reformation. Neural Plast 2016:1–9.  https://doi.org/10.1155/2016/2523458 CrossRefGoogle Scholar
  19. 19.
    Maria SPL, Domville-Lewis C, Sucher CM et al (2013) Hearing preservation surgery for cochlear implantation—hearing and quality of life after 2 years. Otol Neurotol 34:526–531.  https://doi.org/10.1097/MAO.0b013e318281e0c9 CrossRefGoogle Scholar
  20. 20.
    Mitchell A, Miller JM, Finger PA et al (1997) Effects of chronic high-rate electrical stimulation on the cochlea and eighth nerve in the deafened guinea pig. Hear Res 105:30–43.  https://doi.org/10.1016/S0378-5955(96)00202-X CrossRefPubMedGoogle Scholar
  21. 21.
    O’Malley JT, Burgess BJ, Galler D, Nadol JB (2017) Foreign body response to silicone in cochlear implant electrodes in the human. Otol Neurotol 38:970–977.  https://doi.org/10.1097/MAO.0000000000001454 CrossRefPubMedPubMedCentralGoogle Scholar
  22. 22.
    Puel J‑L, Ruel J, D’Aldin CG, Pujol R (1998) Excitotoxicity and repair of cochlear synapses after noise-trauma induced hearing loss. Neuroreport 9:2109–2114.  https://doi.org/10.1097/00001756-199806220-00037 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  23. 23.
    Reich U, Warnecke A, Szczepek AJ et al (2015) Establishment of an experimental system to study the influence of electrical field on cochlear structures. Neurosci Lett 599:38–42.  https://doi.org/10.1016/j.neulet.2015.05.027 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  24. 24.
    Skarzynski H, van de Heyning P, Agrawal S et al (2013) Towards a consensus on a hearing preservation classification system. Acta Otolaryngol 133:3–13.  https://doi.org/10.3109/00016489.2013.869059 CrossRefGoogle Scholar
  25. 25.
    Stalmann U (2015) Altersabhängige Degeneration und Lärmempfindlichkeit des Corti-Organs bei tauben Otof-Knockout-Mäusen. Georg-August-Universität zu Göttingen, GöttingenGoogle Scholar
  26. 26.
    Sucher NJ, Lipton SA, Dreyer EB (1997) Molecular basis of glutamate toxicity in retinal ganglion cells. Vision Res 37:3483–3493.  https://doi.org/10.1016/S0042-6989(97)00047-3 CrossRefPubMedGoogle Scholar
  27. 27.
    Wilk M, Hessler R, Mugridge K et al (2016) Impedance changes and fibrous tissue growth after cochlear implantation are correlated and can be reduced using a dexamethasone eluting electrode. PLoS ONE 11:1–19.  https://doi.org/10.1371/journal.pone.0147552 CrossRefGoogle Scholar

Copyright information

© Springer Medizin Verlag GmbH, ein Teil von Springer Nature 2019

Authors and Affiliations

  • M. N. Peter
    • 1
  • G. Paasche
    • 1
    • 3
  • U. Reich
    • 2
  • T. Lenarz
    • 1
    • 3
  • A. Warnecke
    • 1
    • 3
    Email author
  1. 1.Klinik für Hals‑, Nasen- und OhrenheilkundeMedizinische Hochschule HannoverHannoverDeutschland
  2. 2.Klinik für Hals‑, Nasen- und OhrenheilkundeCharité – Universitätsmedizin Berlin, Mitglied der Freien Universität Berlin, Humboldt-Universität zu BerlinBerlinDeutschland
  3. 3.Exzellenz Cluster „Hearing4all“Medizinische Hochschule HannoverHannoverDeutschland

Personalised recommendations