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Zeitschrift für vergleichende Physiologie

, Volume 65, Issue 3, pp 274–290 | Cite as

Das Lipidspektrum des Flußkrebses Orconectes limosus und seine jahreszeitlichen Veränderungen

  • Klaus-Günter Collatz
Article

Zusammenfassung

  1. 1.

    An Männchen und Weibchen des Flußkrebses Orconectes limosus wurde das Lipidspektrum zu mehreren Jahreszeiten dünnschichtchromatographisch analysiert. In den Organen: Schwanzmuskel, Mitteldarmdrüse, Hoden, Ovar, Kiemen, Integumentgewebe, Bauchmark, Antennendr, use, Herz, Magen, Enddarm, Hämolymphe, Carapax, Restkörper und in der Exuvie konnten bis zu 17 Lipidklassen identifiziert und quantitativ bestimmt werden. Es sind dies: Monoglyceride, α, α′-Diglyceride, α, β-Diglyceride, Triglyceride, Sterine, Sterinester, freie Fettsäuren, Fettsäuremethylester, Carotinoide, Kohlenwasserstoffe, Phosphatidsäuren, Phosphatidylcholin, Lysophosphatidylcholin, Phosphatidyläthanolamin, Phosphatidylserin, Phosphatidylinosit und Sphingomyelin.

     
  2. 2.

    Der Gesamtlipidgehalt der Tiere liegt zwischen 5 und 17 mg/g Frischgewicht. Er variiert sehr stark innerhalb der Organe und ist bei den ♀ im gesamten Krebs und in den meisten Organen generell höher als bei den ♂. Das gleiche gilt für die Triglyceride und umgekehrt für die Kohlenwasserstoffe. Die Phosphatide zeigen ein weitaus einheitlicheres Muster. Die größte Fraktion ist in allen Organen Phosphatidylcholin (mit etwa 50–60% der Phosphatide); die zweitgrößte in den meisten Organen Phosphatidyläthanolamin (mit etwa 25% der Phosphatide).

     
  3. 3.

    Der Lipidgehalt der Krebse verändert sich in einem Jahreszyklus. Bei der Bestimmung der Gesamtlipide in monatlichen Abständen lassen sich vier Perioden unterscheiden. In den Wintermonaten sinken die Lipide bis zu einem Minimum zwischen Mai und Juni. Danach folgt ein steiler Anstieg, der kurz vor der Häutung seinen Höhepunkt erreicht hat. Die Lipide, die während der Häutung verbraucht werden, erreichen schon Ende August wieder ein Minimum. Der Zyklus beginnt erneut mit einer Speicherung von Lipiden ab September und führt zum Herbstmaximum im Oktober (vergl. Abb. 3). In den Organen sind Phosphatide und Neutralfette auf sehr verschiedene Weise an den Veränderungen der Gesamtlipide beteiligt. Den größten Anteil daran haben Mitteldarmdrüse, Integumentgewebe und Schwanzmuskel. Im Zeitraum Oktober bis März speichert das Ovar im Zusammenhang mit der Eireifung Lipide, deren Neutralfettanteil offenbar aus der Mitteldarmdrüse stammt. Der Gesamtlipidgehalt der Mitteldarmdrüse des ♂ bleibt in dieser Zeit konstant. An den Häutungs- und Herbstmaxima haben die Mitteldarmdrüsen beider Geschlechter gleichermaßen Anteil.

     

Composition and seasonal variations of lipid components in the crayfish, Orconectes limosus

Summary

  1. 1.

    Lipid components of the crayfish, Orconectes limosus, were analyzed by thin-layer chromatography with respect to sex and seasonal variations. Up to 17 lipid classes could be identified and quantitatively determined in the following organs: abdominal muscle, hepatopancreas, testicles, ovary, gills, integumental tissue, nervous tissue, antennal gland, heart, stomach, gut, hemolymph, carapax, “rest body”, and exuvie. The different lipid classes were as follows: monoglycerides, α, α′-diglycerides, α, β-diglycerides, triglycerides, sterols, sterol esters, free fatty acids, fatty acid methylesters, carotenoids, hydrocarbons, phosphatidic acids, phosphatidyl choline, lysophosphatidyl choline, phosphatidyl ethanolamine, phosphatidyl serine, phosphatidyl inositol, and sphingomyeline.

     
  2. 2.

    The total lipid content of a crayfish ranges between 5 and 17 mg/g fw. and varies greatly between organs. Higher values were found in the total body and most organs of the female compared with those in the male. The same could be realized for the triglycerides while the hydrocarbon levels showed an opposite tendency. Contrarily the distribution of phospholipids is highly uniform. In all organs the most important fraction is phosphatidyl choline accounting for 50–60% of total phospholipids, followed by the phosphatidyl ethanolamine fraction with about 25%.

     
  3. 3.

    An annual cycle in the lipid content could be stated. The monthly analysis of total lipids allows to distinguish four cyclic periods. During the winter months the lipids decline to a minimum between May and June. A sharp rise follows with its maximum immediately before moult. The lipids being consumed during the moult reach a second minimum at the end of August. The cycle begins again with a storage of lipids leading to a winter maximum in October (cf. Fig. 3). Phospholipids and neutral lipids contribute to the lipid change of the different organs in a various extent. Organs with most excessive changes are hepatopancreas, integumental tissue, and abdominal muscle. During the period from October to March the ovary accumulates lipids obviously concerned with the process of egg maturation. It can be supposed a transport of neutral lipids from the hepatopancreas to the ovary. The total lipid content of the male hepatopancreas is constant in this time. For both sexes equally the hepatopancreas show the moulting and winter maxima.

     

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Literatur

  1. Amenta, J. S.: A rapid chemical method for quantification of lipids separated by thin-layer chromatography. J. Lipid Res. 5, 270–272 (1964).Google Scholar
  2. Andrews, P.: Über den Blutchemismus des Flußkrebses Orconectes limosus und seine Veränderungen im Laufe des Jahres. Z. vergl. Physiol. 57, 7–43 (1967).Google Scholar
  3. Bieri, I. G., Prival, E. L.: Lipid composition of testes from various species. Comp. Biochem. Physiol. 15, 275–282 (1965).Google Scholar
  4. Blum, M. S., Bumgarner, I. E., Taber, S.: Composition and possible significance of fatty acids in the lipid classes in honey bee semen J. Insect. Physiol. 13, 1301–1308 (1967).Google Scholar
  5. Clegg, J. A., Morgan, J.: The lipid composition of the lipoprotein membranes on the egg-shell of Fasciola hepatica. Comp. Biochem. Physiol. 18, 537–588 (1966).Google Scholar
  6. Dittmer, J. C.: Distribution of phospholipids. Comp. Biochem. Physiol. 3, 231–264 (1962).Google Scholar
  7. Drilhon, A.: Etude biochimique de la mue chez les Crustacés Brachyoures. Ann. Physiol. Physicochim. biol. 11, 301–326 (1935).Google Scholar
  8. Entenman, C.: General procedures for separating lipid components of tissue. Meth. Enzymol., vol. III, p. 299–328 (S. P. Colowick, N. O. Kaplan, edit.). New York: Acad. Pr. Inc. Publ., 1957.Google Scholar
  9. Folch, J., Lees, M., Sloane-Stanley, G. H.: A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues. J. biol. Chem. 226, 497–509 (1957).Google Scholar
  10. George, J. C., Patel, B. S.: The seasonal variation in the fat content of the liver and gonads in a marine and a fresh water decapod. J. anim. Morph. Physiol. 3, 49–55 (1956).Google Scholar
  11. Giese, A. C.: Lipids in the economy of marine invertebrates. Physiol. Rev. 46, 244–298 (1966).Google Scholar
  12. Graszynski, K.: Enzyme des Fettsäureabbaus in den Organen des Flußkrebses Orconectes limosus RAF. Z. vergl. Physiol. 60, 427–439 (1968).Google Scholar
  13. Handel, E. van: Temperature independence of the composition of triglyceride fatty acids synthesized de novo by the mosquito. J. Lipid Res. 7, 112–115 (1966).Google Scholar
  14. Hölzl, J.: Vorkommen und quantitativer Nachweis der Phosphatidsäuren in pflanzlichen und tierischen Geweben. Biochem. Z. 341, 168–173 (1965).Google Scholar
  15. Keil-Sormova: Laboratoriumstechnik für Biochemiker. Leipzig: Akademische Verlagsgesellschaft, 1965.Google Scholar
  16. Koning, A. J. de, McMullan, K. B.: Phospholipids of marine origin. II. The rock lobster (Iasus lalandii). J. Sci. Food Agric. 17, 117–120 (1966).Google Scholar
  17. Kuksis, A.: Quantitative lipid analysis by combined thin-layer and gaschromatographic systems. Chromatog. Rev. 8, 172–207 (1966).Google Scholar
  18. Lawrence, J. M., Lawrence, A. L., Holland, N. D.: Annual cycle in the gut of the purple sea urchin Strongylocentrotus purpuratus Stimpson. Nature (Lond.) 205, 1238–1239 (1965).Google Scholar
  19. Littlepage, I. L.: Seasonal variations in lipid content of two antarctic marine crustacea. SCAR Symposium on Antarctic Biology 1962. Antarct. Act. Sci. Industr. 1312, 463–470 (1964).Google Scholar
  20. Masoro, E. J.: Effect of cold on metabolic use of lipids. Physiol. Rev. 46, 67–101 (1966).Google Scholar
  21. McColl, J. D., Rossiter, R. J.: Lipids of the nervous system of some invertebrates. J. cell. comp. Physiol. 36, 241–250 (1950).Google Scholar
  22. Munn, E. A.: The nature and metabolism of the carbohydrates and lipids of Carcinus maenas. Ph. D. Thesis, Southampton. (1963).Google Scholar
  23. Randerath, K.: Dünnschichtchromatographie. 2. Aufl. Weinheim/Bergstr.: Verlag Chemie GmbH, 1965.Google Scholar
  24. Renaud, L.: Le cycle des réserves organiques chez les Crustacés Decapodes. Ann. Inst. Océanog. Paris 24, 259–357 (1949).Google Scholar
  25. Sewell, M. T.: Lipoprotein cells in the blood of Carcinus maenas and their cycle of activity correlated with the moult. Quart. J. micr. Sci. 96, 73–83 (1955).Google Scholar
  26. Skipski, V. P., Peterson, R. F., Barclay, M.: Separation of phosphatidyl ethanolamine, phosphatidyl serine, and other phospholipids by thin-layer chromatography. J. Lipid Res. 3, 467–470 (1962).Google Scholar
  27. —: Quantitative analysis of phospholipids by thin-layer chromatography. Biochem. J. 90, 374–378 (1964).Google Scholar
  28. —, Sanders, J., Barclay M.: Thin-layer chromatography of phospholipids using silica gel without calcium sulfate binder. J. Lipid Res. 4, 227–228 (1963).Google Scholar
  29. — Smolowe, A. F., Sullivan, R. C., Barclay, M.: Separation of lipid classes by thin-layer chromatography. Biochem. biophys. Acta (Amst.) 106, 386–396 (1965).Google Scholar
  30. Speck, U.: Das Kohlenhydratspektrum in den Organen des Flußkrebses Orconectes limosus und seine Veränderungen im Jahresablauf. Diss. Berlin (1967).Google Scholar
  31. Stahl, E. (Edit.): Dünnschichtchromatographie, ein Laboratoriumshandbuch. 1. Aufl. Berlin-Göttingen-Heidelberg: Springer 1962.Google Scholar
  32. Stephens, G. J.: Mechanisms regulating the reproductive cycle in the crayfish, Cambarus. I. The female cycle. Physiol. Zool. 25, 70–83 (1952).Google Scholar
  33. Travis, D. F.: The moulting cycle of the spiny lobster Panulirus argus Latreille. II. Pre-ecdysial histological and histochemical changes in the hepatopancreas and integumental tissues. Biol. Bull. 108, 88–112 (1955).Google Scholar
  34. —: The moulting cycle of the spiny lobster Panulirus argus Latreille. IV. Post-ecdysial histological and histochemical changes in the hepatopancreas and integumental tissues. Biol. Bull. 113, 451–479 (1957).Google Scholar
  35. Urich, K.: Die Biochemie der decapoden Crustaceen. Verh. Dtsch. Zool. Ges. Innsbruck (1968) (im Druck).Google Scholar
  36. Wolfe, D. A., Cornwell, D. G.: Carotenoids of cavernicolous crayfish. Science 144, 1467–1469 (1964).Google Scholar
  37. —: Composition and tissue distribution of carotenoids in crayfish. Comp. Biochem. Physiol. 16, 205–213 (1965).Google Scholar
  38. —, Venkata Rao, P., Cornwell, D. G.: Studies on the fatty acid composition of crayfish lipids. J. Amer. Oil chem. Soc. 42, 633–637 (1965).Google Scholar
  39. Youngs, J. N., Cornatzer, W. E.: Phospholipid composition of mouse, beef, pig, cat, and hamster tissues. Comp. Biochem. Physiol. 9, 257–259 (1963).Google Scholar
  40. Zandee, D. I.: Metabolism in the crayfish Astacus astacus L. IV. The fatty acid composition and the biosynthesis of the fatty acids. Arch. int. Physiol. Biochim. 74, 614–626 (1966).Google Scholar
  41. —: Absence of cholesterol synthesis as contrasted with the presence of fatty acid synthesis in some Arthropods. Comp. Biochem. Physiol. 20, 811–822 (1967).Google Scholar

Copyright information

© Springer-Verlag 1969

Authors and Affiliations

  • Klaus-Günter Collatz
    • 1
  1. 1.II. Zoologisches Institut der Freien Universität BerlinDeutschland

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