Zeitschrift für Rheumatologie

, Volume 72, Issue 2, pp 163–165

Schmerzmessung am Tiermodell

Authors

  • M. Busch-Dienstfertig
    • Klinik für Anästhesiologie und operative IntensivmedizinCharité Campus Benjamin Franklin, Freie Universität Berlin
    • Klinik für Anästhesiologie und operative IntensivmedizinCharité Campus Benjamin Franklin, Freie Universität Berlin
Neues aus der Forschung

DOI: 10.1007/s00393-013-1147-4

Cite this article as:
Busch-Dienstfertig, M. & Stein, C. Z. Rheumatol. (2013) 72: 163. doi:10.1007/s00393-013-1147-4
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Pain measurement in animal models

Über die letzten Jahrzehnte hat die experimentelle Schmerzforschung eine Vielzahl von Mechanismen und Molekülen entdeckt, was sich jedoch nicht in der Entwicklung neuartiger Schmerzmedikamente niedergeschlagen hat [1, 2]. Während früher meist nur reflexartige Reaktionen (z. B. „tail-flick“) im gesunden Tier gemessen wurden, werden heute vermehrt Tiermodelle von pathologischen Situationen (Entzündung, Neuropathie, Tumor) zur Evaluation von evozierten und spontan auftretenden Schmerzen verwendet. Ziel ist, die klinische Relevanz und Voraussagekraft von Schmerzmessungen im Tier zu erhöhen [3].

Tiermodelle für Entzündungsschmerz

Um der Pathogenese und Symptomatik von Erkrankungen beim Menschen möglichst gut zu entsprechen, werden bestehende Tiermodelle stetig verbessert und neue Ansätze entwickelt. Die Mehrzahl der rheumatischen Erkrankungen zeigt einen chronisch entzündlichen Verlauf, entsprechend sind Entzündungsmodelle im Tier weit verbreitet. Die Entzündung wird häufig mit Freund’s Complete Adjuvans (FCA), Monosodiumiodoacetat, Antigenen oder Polysacchariden (Carrageen) induziert (Übersicht in [4]). Die intraplantare (i.pl.) oder intraartikuläre (i.a.) Injektion solcher Substanzen führt bei Ratten oder Mäusen innerhalb weniger Stunden zur Ausbildung einer schmerzhaften Entzündung der injizierten Pfote bzw. zu einer Monoarthritis, die von Stunden bis zu Wochen andauern kann [3]. Zur Modellierung eines chronischen Verlaufs über mehrere Monate werden die Tiere zunächst mit einem Antigen (Albumin oder Collagen) und FCA subkutan (s.c.) immunisiert; eine Monoarthritis wird dann durch i.a.-Injektion des Antigens ausgelöst [5]. In früheren Modellen wurden größere Dosen von FCA s.c. injiziert, um eine Polyarthritis auszulösen. Diese sind heute weitgehend durch die weniger belastenden Modelle der unilateralen Entzündung einer Extremität ersetzt, die außerdem den Vorteil haben, dass Untersuchungen am selben Tier vergleichend für die entzündete und kontralaterale (gesunde) Seite durchgeführt werden können.

Heute kommen Modelle der unilateralen Entzündung einer Extremität zum Einsatz

Zunehmend haben sich auch Modelle für andere rheumatische Erkrankungen etabliert, wobei viele neuere Ansätze auf die erweiterten Möglichkeiten durch die Gentechnik zurückzuführen sind. So ist die chronische Autoimmunerkrankung Lupus erythematodes experimentell durch 2,6,10,14-Tetramethylpentadecan induzierbar [6] oder tritt bei Mäusen des Genotyps MRL/MpJ-Faslpr/J spontan auf. Aufgrund ihrer genetischen Prädisposition lassen sich Spondyloarthritiden gut in transgenen Ratten und Mäusen abbilden, die humanes HLA-B2705 exprimieren [7]. Gegenwärtig haben diese Erkrankungsmodelle in der Schmerzforschung jedoch noch keine breite Anwendung gefunden.

Im Folgenden werden einige der wichtigsten Verfahren zur „Schmerzmessung“ im Tier erläutert, die heute verwendet werden, um Mechanismen der Schmerzentstehung zu untersuchen und neue Analgetika zu testen.

Evozierter Schmerz

Im Tiermodell kann nur die Sinneswahrnehmung (Nozizeption), nicht aber die emotionale Komponente von Schmerz untersucht werden. Die Tiere werden häufig einem potenziell gewebsschädigenden Stimulus (Noxe) ausgesetzt, um den Schwellenwert zu erheben, bei dem eine Fluchtreaktion ausgelöst wird, die darauf ausgerichtet ist, der Noxe zu entgehen. Derartige Reaktionen können reflexartig ablaufen (z. B. „tail-flick“, Pfotendrucktest) oder komplexere Verhaltensmuster (z. B. gezieltes Ablecken der Pfote im „Hot-plate-Test“, Grimassen, Vokalisation) beinhalten. Eine Entzündung oder andere pathologische Veränderungen können die Empfindlichkeit gegenüber noxischen (Hyperalgesie) oder auch nichtnoxischen (Allodynie) Reizen erhöhen. Eine Erhöhung des Schwellenwertes z. B. durch Opioidgabe wird als Hemmung (Antinozizeption) interpretiert. Zu den am häufigsten genutzten Reizen zählen Hitze, Kälte, Druck, elektrische Impulse und chemische Substanzen.

Die meisten Testverfahren zur Messung evozierter Schmerzreaktionen sind seit vielen Jahren etabliert und gut quantifizierbar. Aufgrund der fundierten Erfahrungen bieten diese Tests auch für neue Tiermodelle und Fragestellungen gute Vergleichbarkeit und werden weiterhin vielfach angewandt. Der Hargreaves Test dient der Messung der Hitzeallodynie oder -hyperalgesie in Ratten und Mäusen [8]. Ein gebündelter Wärmestrahl wird von plantar auf eine Pfote projiziert, bis das Tier die Pfote wegzieht bzw. schüttelt; die Apparatur besteht aus einer Box mit Glasboden. Gemessen wird die Zeit der Hitzexposition bis zum Wegziehen der Pfote. Ähnlich kann Hitze auch auf den Schwanz gerichtet werden („Tail-flick-Test“; [9]). Kälteallodynie wird mit dem Aceton-Test ermittelt. Nach Aufbringen eines Tropfens Aceton auf die Pfotenhaut wird die Zeitspanne gemessen, über die das Tier die Pfote ableckt bzw. beißt. Die mechanische Hyperalgesie wird bei Ratten mittels Pfotendrucktest erhoben [10]. Ein Algesiometer übt über einen stumpfen, keilförmigen Kolben zunehmend Druck auf eine Pfote aus. Die Schwelle, bei der das reflexartige Zurückziehen der Pfote erfolgt, wird gemessen. Bei Mäusen kommt aus praktischen Gründen eher der von Frey-Test zur Messung der mechanischen Allodynie zur Anwendung [11]. Die von Frey-Filamente werden plantar an die Hinterpfote gesetzt, dabei sitzen die Tiere in einer Box mit einem Boden aus Maschennetz. Die Filamente erlauben die Ausübung von definierten Druckstärken auf das Pfotengewebe, dazu wird das Filament leicht gebogen. Ist die Druckschwelle erreicht, so schüttelt das Tier die Pfote.

Die Tests sollen die Patientensituation repräsentieren

Obwohl sich Patienten im Alltag noxischen Reizen (im engeren Sinn) eher selten aussetzen, sind Druckausübung auf die Gelenke durch das eigene Körpergewicht und Gewichtsverlagerung beim Gehen sowie warme oder kalte Umgebungstemperaturen unumgehbar. Daher repräsentieren letztlich alle erwähnten Tests die Patientensituation (vgl. auch Tab. 1).

Tab. 1

Tiermodelle und klinische Korrelate (Übersichten in [3, 4])

Tiermodell

Dauer

Klinisches Korrelat

Plantare Inzision

Stunden bis Tage

Postoperativer Schmerz, akuter Schmerz, Wundheilung

Carrageen i.pl. (unilateral)

2 bis 3 Tage

Entzündungsschmerz (akut)

FCA s.c. (Schwanzbasis)

Bis zu 8 Wochen

Polyarthritis, chronischer Entzündungsschmerz, Gelenkschmerz

FCA i.pl. (unilateral)

> 3 Wochen

Akuter und subchronischer Entzündungsschmerz, Bewegungs-/Belastungsschmerz

Antigen/Collagen-induzierte Arthritis (Albumin bzw. Collagen II i.a.)

8 bis 12 Wochen

Rheumatoide Arthritis, akuter und chronischer Entzündungsschmerz, Gelenkschmerz, Bewegungs-/Belastungsschmerz, Morgensteifigkeit

Monosodium-iodoacetat i.a. (unilateral)

> 4 Wochen

Osteoarthritis, chronischer Gelenkschmerz durch Gewebszerstörung, Bewegungs-/Belastungsschmerz, initialer Entzündungsschmerz

i.pl. intraplantar, FCA Freund’s Complete Adjuvans, s.c. subkutan, i.a. intraartikulär.

Spontanschmerz

Andere Verfahren erlauben die Beobachtung und Messung von Spontanschmerz, der nicht experimentell evoziert ist, sondern in Schüben oder andauernd auftritt. Wie beim Menschen verursachen rheumatische Erkrankungen und Schmerz auch in den Tiermodellen Veränderungen der Biomechanik und Lokomotion. Beim Open-field-Test [12] wird ermittelt, wie und wohin sich ein Tier in einem nach oben offenen Behälter von ungefähr 1 m2 Grundfläche bewegt und welche Strecke zurückgelegt wird. Da hell erleuchtete Freiflächen ohne Deckung bei Nagern Ängstlichkeit, Flucht- und Erkundungsverhalten auslösen, zeichnet sich anhaltender Schmerz in Form reduzierter Lokomotoraktivität erst nach der Gewöhnung des Tieres an die Umgebung im Aktivitätsprofil ab. Beim Weight-bearing-Test wird die Gewichtsverteilung auf beide Hinterpfoten bei Ratten oder Mäusen ermittelt [13]. Eine spezielle Plexiglaskammer bringt die Tiere in eine sitzende Position, über 2 Presskolben wird die nach unten gerichtete Kraft getrennt für beide Pfoten gemessen. Bei Schmerzen z. B. nach unilateraler Induktion einer Entzündung oder Arthritis wird weniger Gewicht auf die ipsilaterale Seite platziert. Automatisierte Systeme zur Ganganalyse wie das CatWalk oder Walkway dokumentieren neben der Gewichtsverteilung auch die Schrittlänge, Geschwindigkeit und Asymmetrien des Bewegungsablaufes [14]. Dabei laufen die Tiere durch einen Tunnel mit Glasboden, durch den die Bewegungsmuster mit einer Kamera aufgezeichnet werden.

Die meisten der vorgenannten Tests haben den Nachteil, dass sie nicht bei allen Tiermodellen angewandt werden können, sondern eher für Modelle geeignet sind, die sich auf die Lokomotion auswirken. Eine erst kürzlich vorgeschlagene Grimassen-Skala [15] verspricht dagegen, akute und chronische Schmerzen bei allen denkbaren Modellen in Nagern erheben zu können. Die Tiere werden mittels Videokamera gefilmt, um die Stellung der Ohren, der Augenlider, der Tasthaare sowie ein Aufkrümmen des Nasenrückens oder ein Anspannen der Kaumuskulatur zu dokumentieren. Diese Skala wurde direkt an die Beobachtungskriterien angelehnt, die zur Bewertung von Schmerzen bei Patienten mit eingeschränkter Kommunikation (Kinder, Schlaganfallpatienten) herangezogen werden und auf dem Human-Facial-Action-Coding-System basieren [16]. Neben dem hohen Aufwand zur Datenanalyse birgt die Grimassen-Interpretation jedoch ein größeres Risiko der Subjektivität als andere Tests und wird sich erst etablieren müssen.

Die Grimassen-Interpretation birgt ein größeres Risiko der Subjektivität

Ein weiteres Modell-unabhängiges Verfahren ähnelt im Prinzip klinischen Schmerzstudien. Gesunde Nager werden vorab an den Geschmack eines Medikaments gewöhnt; nach Induktion der Erkrankung können die Tiere dann zwischen einer Placebo- und der Medikamentenlösung wählen. Wie bei Patienten kann so auch bei Labortieren indirekt über den selbst kontrollierten Schmerzmittelkonsum die Schmerzintensität abgeschätzt werden [17].

Häufige Fehlerquellen, klinische Relevanz und Translation

Grundsätzlich ist zu berücksichtigen, dass sich heute in der Schmerztherapie von rheumatischen Erkrankungen neben der Beurteilung individueller Schmerzparameter oder -muster vor allem eine ganzheitliche, biopsychosoziale Betrachtungsweise etabliert hat, die sowohl pharmakologische als auch nichtpharmakologische Methoden miteinander kombiniert [18]. Tiermodelle spiegeln immer nur einen Teil der komplexen klinischen Situation wider. Darüber hinaus hängt der prädiktive Wert von tierexperimentellen Ergebnissen maßgeblich von der adäquaten Interpretation von antinozizeptiven Effekten oder Speziesunterschieden ab. Besonders schwerwiegend sind Fehler im experimentellen Design (insuffiziente Verblindung, Randomisierung, Stichprobengröße, Kontrollen) und in der statistischen Analyse. Dazu kommt oft die fehlende Beachtung und Messung von schädlichen Nebenwirkungen. So erscheinen häufig enthusiastische Berichte über neue Signalwege, Moleküle und Mechanismen der Schmerzinhibition, ohne jedoch toxische Wirkungen in Betracht zu ziehen oder zu veröffentlichen („Publikationsbias“; [2]). Beispiele dafür sind der Ionenkanal TRPV1 und das Enzym COX-2, die zunächst als vielversprechende neue Targets in der Schmerzforschung galten, bis sich in ersten Studien am Menschen Fieber-erzeugende Effekte von TRPV1-Antagonisten [19] oder Schlaganfall und Herzinfarkt durch vaskuläre Wirkungen von COX-2-Inhibitoren [20] zeigten. Meist zeigen sich schädliche Nebenwirkungen jedoch bereits in Tierexperimenten, sofern diese adäquat geplant, analysiert und auch veröffentlicht werden [19, 20]. Darüber hinaus ist ein in präklinischen Studien erarbeitetes detailliertes Verständnis von Wirkmechanismen vor der klinischen Prüfung unabdingbar. Es ist nur schwer vorstellbar, dass sich Probanden oder Patienten mit einer neuen, nicht im Tierversuch getesteten Substanz behandeln lassen würden. Daher wurden in den letzten Jahren mehrere Empfehlungen zur Standardisierung von experimentellen (und klinischen) Untersuchungen erarbeitet [21]. Außerdem werden zunehmend die Offenlegung von Interessenkonflikten und die öffentliche Zugänglichkeit von unpublizierten (präklinischen und klinischen) Daten gefordert [22, 23, 24, 25, 26]. Die zukünftigen Herausforderungen in translationaler Forschung, Krankenversorgung und biomedizinischer Ethik verlangen in jedem Fall eine noch intensivere Zusammenarbeit zwischen Medizin, Natur-, Sozial- und Geisteswissenschaften, um ein besseres Verständnis von Mechanismen sowie kritisches, analytisches und quantitatives Denkvermögen zur Beurteilung von Publikationen und Marketingstrategien zu fördern.

Interessenkonflikt

Keine Angaben.

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